DENEY HAYVANLARI PRATİK DERS NOTLARI

Transkript

1 DENEY HAYVANLARI PRATİK DERS NOTLARI Prof.Dr. Tuncay Altuğ Dr. Elif İlkay TAŞKIN İbrahim Bayrak Biyolog Tıbbi Biyolog Çetin Karaca Zatiye Güler Tıbbi Biyolog Tıbbi Biyolog Yard.Doç.Dr. Serdal Uğurlu Veteriner Hekim İ.Ü.Cerrahpaşa Tıp Fakültesi Deney Hayvanları Üretim ve Araştırma Laboratuarı İSTANBUL

2 İÇİNDEKİLER Sayfa GİRİŞ ve GENEL BİLGİLER.3 I. LABORATUVAR: Deney Hayvanlarının Tutulması ve Cinsiyetlerinin Saptanması...4 II. LABORATUVAR: Deney Hayvanlarında Anestezi...9 III. LABORATUVAR: Deney Hayvanlarında Enjeksiyonlar 11 IV. LABORATUVAR: Deney Hayvanlarına Ağız Yoluyla Madde Verilmesi...21 V. LABORATUVAR: Deney Hayvanlarından Kan Alınması..23 VI. LABORATUVAR: Sıçanda Vajinal Smear Uygulaması..29 Deney hayvanları İle İlgili Önemli Tablolar

3 Hipotezi bilimsel kurallara göre oluşturulmuş araştırmalarda ve biyolojik testlerde kullanılan hayvanlara deney hayvanı denir. Deneylerde omurgasız hayvanlar kullanıldığı gibi bir çok omurgalı hayvan da kullanılabilmektedir. Biz hayvanların deneyde kullanılma sıklığına göre aşağıdaki gibi sınıflandırabiliriz. Fakat biz laboratuvar çalışmalarımızda daha çok biyolojik araştırmalarda en çok kullanılan 4 hayvan üzerinde duracağız (Sıçan, fare, tavşan, kobay). EN ÇOK KULLANILAN DENEY HAYVANLARI ORTA DÜZEYDE KULLANILAN DENEY HAYVANLARI AZ KULLANILAN DENEY HAYVANLARI ÖZEL DENEYLERDE KULLANILAN DENEY HAYVANLARI SIÇAN KOBAY KOYUN YILAN FARE HAMSTER İNEK KURBAĞA TAVŞAN KÖPEK OPOSSUM KAPLUMBAĞA KEDİ TAVUK SİRKE SİNEĞİ DOMUZ GÜVERCİN DİĞER BAZI OMURGAZSIZLAR MAYMUN KEÇİ AT GERBİL 3

4 I. LABORATUVAR : DENEY HAYVANLARININ TUTULMASI ve CİNSİYETLERİNİN SAPTANMASI Bu uygulamada sıçan, fare, tavşan ve kobayın günlük bakım için veya araştırmalarda onlara zarar vermeden en iyi şekilde nasıl tutulması gerektiği ve gerek üretim için gerekse deneye hayvan seçimi sırasında cinsiyetlerinin nelere bakılarak doğru tayin edileceği gösterilecektir. Sıçanın Tutulması: Sıçan resimde görüldüğü gibi kuyruğundan tutulur, sıçanın kendisini güvende hissetmesi için ayaklarının bir zemine değmesi gereklidir. Aksi halde hayvan huzursuz olur ve elimize tutunmaya çalışır. Sıçanı rahatlatmak için uzun süre kuyruğundan kaldırıp havada tutmak yerine elimize almalıyız. 4

5 Sıçanın Nakledilmesi: Sıçanlar bir yerden başka bir yere nakledilirken kafesleriyle birlikte nakledilir. Sıçanlar sosyal bir hayvan oldukları için, birbirlerini görebilmeleri amacıyla kafesler şeffaf ve otoklavlanabilir bir malzeme olan polipropilenden üretilmelidir. Tavşanın Kafesten Alınışı: Tavşan kulaklarından ve kalçasından tutularak dışarı alınır. 5

6 Tavşanın Taşınması: Tavşan uzun bir mesafe boyunca transfer edilecekse tavşanın kafası koltuk altına alınır ve gözlerini kapatmış oluruz. Bu şekilde tavşan huzursuzlaşmaz ve bize zarar veremez. 6

7 Tavşanın Taşınması: Tavşan kulakları ve boyun bölgesindeki deriden tutulur, kalçasından desteklenir. Eğer kalçasından desteklenmez ise tavşan hareket eder ve bel omurları disloke olur. 7

8 Sıçanda Cinsiyet Saptanması: Bu ayrımda anüs ile genital çıkıntı arasındaki mesafe ve skrotum kesesi belirleyicidir. Anüs ile genital çıkıntı arasındaki mesafe uzunsa erkek, yakınsa dişidir. Bu ayrım yavru sıçanlarda uygulanır. Ancak erişkin erkek sıçanlarda skrotum kesesi belirgindir. Tavşanda Cinsiyet Saptanması: Özellikle erkek tavşanlarda yaz aylarında skrotum kesesi çok belirgindir. Eğer hava sıcaklığı 21 0 C derecenin altına düşerse erkek tavşanın skrotum kesesi tam olarak belli olamaz bu durumda cinsiyet ayrımı için pubis bölgesine bastırılır penis veya vajina görülür. Ayrım yapılır. 8

9 II. LABORATUVAR: DENEY HAYVANLARINDA ANESTEZİ Bu bölümde pratik olarak en basit şekilde küçük deney hayvanlarına bir inhalasyon anestezisinin nasıl yapılmaya başlanacağını ve ne şekilde sürdürüleceğini öğreneceksiniz. (Örnek olarak eter anestezisi gösterilecektir.) Eter Anestezisi İçin Gerekli Hazırlıklar: Hayvanın anestetik soluması için içine konacağı kap alınır (En azından hayvanın büyüklüğüne göre yeterli olabilecek hacimde şekerci kavanozu). Kabın tabanına yeterli miktarda pamuk yerleştirilir ve bu pamuğun üzerine eter dökülür, kap kapatılır. Bu kap hayvanın ilk baygınlık aşaması için kullanılır. Anesteziyi devam ettirmek için yine içinde eterli pamuk bulunan bir ağız tüpü hazırlanır. Eğer bu amaçlı yapılmış özel bir malzeme yoksa hayvanlarımızın baş büyüklüğüne göre kaplar bulunup, bu kaplar kullanılabilir. Örneğin; sıçan için 50 ml lik, fare için, 5-10 ml lik enjektör gövdeleri kullanılabilir. Sıçanın Kafese Veya Anestezi Kabına Konması: Sıçan kuyruğundan kavranır, fazla havada dolaştırılmadan baş kısmı kaba bakacak şekilde konur. Bu sırada sol elimizdeki kapak hayvanı içeri itmede bize yardımcı olabilir. 9

10 İnhalasyon anestezisinin idamesi resimde olduğu gibi devam edilir. 20 ml lik enjektör kabına pamuk konur. Konulan pamuğa eter emdirilir. Emdirilen eter sıçana solunumuna dikkat edilerek, belli periyotlarda uygulanır. Hayvanın ağrı duymadığından emin olunduğunda tüp bir miktar geri çekilip burnu kaplayıp ağzın açıkta kalması sağlanır. Operasyon sürerken eğer hayvanın ağrı duyduğu saptanırsa, tüp tekrar ağzı kaplayacak şekle getirilir, fakat burada unutulmamalıdır. Deney hayvanı türüne göre enjektabıl anestetikler, onların uygulama yolları ve dozları Sıçan Fare Kobay i.v i.m. i.p. s.c Ketamin Sodyum mg/kg pentobarbital Sodyum pentobarbital mg/kg Sodyum thiopental 20 mg/kg Ketamin mg/kg Ketamin mg/kg mg/kg Sodyum pentobarbital mg/kg Ketamin mg/kg Sodyum pentobarbital mg/kg Medetomidine (Domitor) 0,25-0,5 mg/kg Tavşan Sodyum pentobarbital mg/kg Ketamin mg/kg Ketamin 35 mg/kg 10

11 III. LABORATUVAR: DENEY HAYVANLARINDA ENJEKSİYON UYGULAMA YOLLARI Küçük laboratuar hayvanlarına subkutan, intraperitoneal, intramusküler, intravenöz, intradermal enjeksiyonlar yapılabilir. Bunların her biri için hem enjeksiyon bölgesine hem de türe özgül hazırlıklar yapılmalıdır. Fakat öncelikle bilinmesi gereken hangi bölgeye en fazla ne kadar hacimde sıvı verilebileceğidir. Enjeksiyon bölgelerine göre maksimum enjeksiyon volümleri (ml) TÜR SUBKUTAN (deri altı) İNTRA- MUSKULER (kas içi) İNTRA- PERİTONİAL (karın boşluğu içi) İNTRA - VENÖZ (Toplar damar içi) FARE 1-3 0, ,2 0,05 SIÇAN , ,5 0,05 TAVŞAN ,5-1, ,1 İNTRA - DERMAL (deri içi) Deney Hayvanlarında İntraperitoneal (i.p.) Enjeksiyon Sıçana i.p. enjeksiyon için gerekli olan malzeme listesi: 1. Eldiven 2. Enjeksiyon yoluyla vereceğiniz maddenin miktarına ve türüne uygun enjektör. 11

12 Sıçana i.p. Enjeksiyon İçin Tutuş: Sıçan bir el ile kuyruğundan tutulur, diğer el ile hayvanın boyun bölgesindeki deri kafasını sabitleyecek şekilde gerilir. Eğer kuyruğundan iyi gerilmez ise, hayvan kafasını hareket ettirerek ısırabilir ve size zarar verebilir. 12

13 Sıçana i.p. Enjeksiyon: Uygun enjektör ile orta hat, bacağın vücuda bağlandığı bölge ile femur başından çekilen çizgi arasında kalan bölgeye yapılır. Eğer verilecek madde yoğun ise kalın iğneli enjektörlerle de enjeksiyon yapılabilir. Fareye i.p. Enjeksiyon: Fareyi elimizle sabitledikten sonra sıçanda olduğu gibi aynı bölgeye insülin enjektörü yardımıyla enjeksiyon yapılır. 13

14 Kobay i.p. Enjeksiyon: Kobay ikinci bir yardımcının şekildeki gibi tutuşuyla sabitlendikten sonra sıçanda olduğu gibi enjeksiyon yapılır. 14

15 Deney Hayvanlarına Subkutan (s.c) Enjeksiyon Sıçana s.c. Enjeksiyon: Enjeksiyon yapacağımız sıçan elimizle zemin arasında hareketsiz kalacak şekilde fotoğraftaki gibi sabitlenir. Sabitlenme esnasında boyun bölgesindeki deri yukarıya doğru kaldırılır. Enjektörün iğnesini kaldırdığımız derinin içersine sokup, vereceğimiz maddeyi enjekte ederiz. Tavşana s.c. Enjeksiyon: Tavşan sabitlendikten sonra boyun bölgesindeki deri kavranır. Elimizle kavradığımız deri altına enjektör yardımıyla girilir. Vereceğimiz maddeyi verdikten sonra enjektörü biraz bekletip daha sonra çıkarırız. 15

16 Fareye s.c. Enjeksiyon: Fare şekilde görüldüğü gibi tutulur. Boyun bölgesinde kavradığımız deri içersine insülin enjektörü yardımıyla girip enjeksiyon yapılır. Özellikle deri altında şişmenin görülmesi gerekir. Enjektör birden değil yavaş yavaş geri çekilir. Kobaya s.c. Enjeksiyon: Kobay sıçanda olduğu gibi elimizle zemin arasında sıkıştırılarak sabitlenir. Boyun bölgesindeki deri kaldırılır ve kaldırılan deri içersine enjektörle girilip enjeksiyon yapılır. 16

17 Deney Hayvanlarına İntravenöz (i.v.) Enjeksiyonlar i.v. Enjeksiyonlar İçin Gerekli Olan Malzeme Listesi: 1. Enjeksiyon yapılacak sabitleştirecek aletler veya o hayvanı sabitlemek amacıyla anestezi uygulaması için gerekli anestezi malzemeleri 2. Gerekli olan hayvanlarda venleri dilate etmek için ksilol veya sıcak su 3. İnsülin enjektörü 4. Turnike için yardımcı eleman Sıçana i.v. Enjeksiyon: Bu enjeksiyon için sıçan hareketsiz hale getirilir. Bu amaçla sıçana ya anestezi verilir ya da sabitlendikten sonra kuyruk kavranır. Daha sonra kuyruk venleri hayvanı yakmayacak kadar sıcak su kullanarak veya ksilol sürülerek genişletilir. Damarlar daha görünür hale gelmiş olur. Enjektörle kuyruğun çok alt bölgelerine inmeden ven içine girilir. Girildiğinden emin olmak için emin olmak için önce enjektörün pistonu geri çekilir, eğer enjektör içersine kan geldiği gözlenirse damar içinde girildiğine karar verilir ve enjeksiyon yapılır. Bu işlem yapılırken enjeksiyon yapılan bölgeye dikkat edilir, eğer şişme varsa veya enjektör pistonu zorla itiliyorsa bu bulgular damar içinde olmadığımızın göstergesi olarak kabul edilir. Eğer bu işlem sırasında ksilol kullanıldıysa işlem bittiğinde kuyruk ksilolden mutlaka temizlenmelidir. 17

18 Tavşana i.v Enjeksiyon: : Tavşan sabitlendikten sonra ksilol veya sıcak su yardımıyla kulak venleri genişletilir. Bir parmak ile venin ön bölümü sıkıştırılıp turnike yapılır ve enjektörle girilip madde damara verilir. Enjektör birden geri çekilmez, bir pamukla bastırılıp sonra enjektör geri alınır. Eğer ksilol kullanılmışsa kulak yıkanıp vazelinlenir. 18

19 Deney Hayvanlarına İntramuskuler (i.m) Enjeksiyon Sıçana i.m. Enjeksiyon: Sıçan i.p. yolla enjeksiyonda olduğu gibi sabitlendikten sonra arka ayaklarındaki kas kitlesinin içersine ince uçlu bir enjektörle girilip, madde verilir. 19

20 Fareye i.m. Enjeksiyon: Fare sabitlendikten sonra insulin enjektörünün iğnesini arka ayaklarındaki kas kitlesine sokup hazırladığımız maddeyi veririz. Tavşana i.m. Enjeksiyon: Tavşanın başı koltuk altımıza sokulup sabitlendikten ve hareketsiz bırakıldıktan sonra arka bacaklarındaki kas kitlesine enjeksiyon yapılır. 20

21 Kobaya i.m. Enjeksiyon: Kobay bir yardımcı vasıtasıyla sabitlendikten sonra sıçanda olduğu gibi i.m. enjeksiyon yapılır. IV. LABORATUVAR: DENEY HAYVANLARINA AĞIZ YOLUYLA MADDE VERİLMESİ Sıçan Veya Fareye Gavaj Yöntemiyle Oral Yoldan Madde Verilmesi İçin Gerekli Malzeme Listesi: 1. 4 Numara feeding sonda 2. Hayvanın ağzını açmak için özel hazırlanmış tahta spatül. Bu spatülün ortası önceden feeding sonda geçecek şekilde delinerek hazırlanır. 3. Maddemizin miktarı ve türüne özgü enjektör. Feeding tüpüne bulaşan maddeyi yıkayarak mideye iletilmesini sağlayacak içinde az miktarda çeşme suyu bulunan enjektör. 21

22 Sıçan Veya Fareye Gavaj Yöntemiyle Oral Yoldan Madde Verilmesi: Plastik feeding sonda ile gavaj yapılacak ise; hayvanın ağzı önceden hazırlanmış ortası delinmiş tahta ağızlık ile açılıp sabitleştirilir (Bu şekilde hayvanın sondayı ısırması engellenmiş olur). Feeding tüp tahtanın ortasındaki delikten içeri sokulup mideye indirilir. Uygulama sırasında tüpün soluk borusuna girme ve hayvanın ölümüne neden olma riski vardır. Riski ortadan kaldırmak için feeding sondanın sıçanlarda yaklaşık 5-6 cm, farelerde ise 3-3,5 cm lik kısmı işaretlenir ve belirtilen uzunluktaki tüpün hayvanın özafagusunda ilerlediği gözlenerek emin olunur. Daha sonra vermek istediğimiz madde tüpün ucundaki enjektör vasıtasıyla hayvanın midesine iletilir.bu işlemden sonra içinde bir miktar çeşme suyu bulunan ikinci bir enjektör feeding tüp dışarı alınmadan birinci enjektör yerine takılır ve içindeki çeşme suyu da hayvanın midesine gönderilir. Bu sayede birinci verilen sıvıdan tüp çeperine bulaşmış olan maddelerde yıkanıp mideye gönderilmiş olur. Dolaysıyla verdiğimiz dozdan emin oluruz. (Gavajla madde verilirken hayvanımızın mide hacmi mutlaka göz önünde bulundurulmalıdır) 22

23 V. LABORATUVAR: DENEY HAYVANLARINDAN KAN ALINMASI Deney hayvanı çalışmalarında gerek araştırma bir yandan sürerken, gerekse deney bitiminde hayvan sakrifiye edilirken kan örnekleri alınmasına ihtiyaç duyulabilir. Bu nedenle henüz araştırma planı yapılırken hayvanlardan türe ve koşullara bağlı olarak onlara fizyolojik zarar vermeden ne kadar kan alabileceğimiz bilinmelidir. Kan değerleri ve kritik kan alma miktarları. Tür Hemoglobi n g/dl Hematokrit % Erişkin Ortalama Volüm (ml) Öldürmeden Alınabilecek Maksimum Volüm (ml) Sakrifikasyonda Alınabilecek Maksimum Volüm (ml) FARE SIÇAN TAVŞAN Deney Hayvanlarını Öldürmeden Kan Alma Yöntemleri: 1-Sıçan kuyruğundan Kanatarak Kan Alma Yöntemi Gerekli Malzemeler : 1. Keskin ve temiz cerrahi makas 2. Sıçana anestezi uygulamak için anestetikler 3. İçine kanı almak için gerekli tüp 4. Tampon için pamuk 5. Kuyruğun kanayan bölgesini bağlamak için kalınca bir cerrahi ipek iplik (İşlem başlamadan önce iplik bağlanmaya hazır hale getirilmelidir) 6. Kuyruğu bağladıktan sonra temizlemek için dezenfektan 23

24 Sıçan Kuyruğundan Kan Alma: Kan alınacak sıçana anestezi uygulanır. Anestezi uygulanmış olan sıçanın kuyruğu sıcak su yardımıyla hem temizlenir hem de venler dilate olmuş olur. Hayvanın ağrı duymadığından ağrılı uyaran verilip emin olununca keskin cerrahi makas ile kuyruk kesilir (kuyruğun ilk kesiminde, kesi en az 0,5 cm içerden, sonraki alımlarda ise bağlama bölgesinin hemen üstünden yapılmalıdır) ve kan santrifüj tüpüne alınır. Ve kanın mümkün olduğu kadar kendi kendine damlaması sağlanarak tüpe alınır. Yeterli kan alındıktan sonra pamuk ile kuyruk tamponlanır ve hazırladığımız cerrahi ipek ile kuyruğun kesilen bölgesinin hemen üstünden bağlanır. Bağlanan 24

25 kuyrukta enfeksiyon oluşmaması için kuyruk uygun dezenfektanla temizlenir. Not: kanın mümkün olduğu kadar kendi halinde damlamasına gayret edilmelidir. Sağma şeklinde yapılacak basılar aldığımız kana doku sıvısının karışmasına ve sonuçların etkilenmesine neden olur. 2-Fare Orbital Sinüslerinden Kan Alma Yöntemi Gerekli Malzemeler 1. Hematokrit tüpleri 2. Fareye anestezi uygulamak için anestetikler 3. Kanı toplamak için santrifüj tüpü veya ependorf tüpü 4. Kan alımı bittikten sonra tampon için temiz pamuk Fare Orbital Sinüslerinden Kan Alma: Fareye anestezi uygulandıktan sonra baş kısmı şekildeki gibi tutularak gözlerinin hafifçe öne çıkması sağlanır ve farenin göz küresiyle gözü arasından hematokrit tüpünün kırmızı ucu sokulur. Hematokrit tüpü ekseni etrafında döndürülerek sinüslerin kanaması sağlanır. Kapiller çekim ile tüp dolar dolan tüp santrifüj tüpüne veya ependorf tüpüne doğru dik tutularak boşalması sağlanır. Bu şekilde 3 hematokrit tüpü kadar kan hayvan öldürülmeden alınabilir. Sonra göz üzerine hafifçe tampon yapılarak kanama durdurulur. Bu uygulama sonucunda hayvanın görme fonksiyonunda bir kayıp olmamaktadır. 3-Tavşan kulağından kan alma Yöntemi Gerekli Malzemeler 1. Tavşan sabitleyici, boyunduruk, eğer boyunduruk yoksa tavşanı sarmak için yeşil cerrahi bez veya havlu 2. Tavşanların kulak venlerini genişletmek için sıcak su veya ksilol 25

26 3. Kanül 4. Kanı toplamak için santrifüj tüpü 5. Tampon için pamuk 6. Eğer ksilol kullanılmışsa, ksilol temizlendikten sonra sürülecek vazelin Tavşan Boyunduruğu: Bu alet yardımıyla tavşan hareketsiz hale getirilir. Şekilde görülen oyuk kısma boyun yerleştirildikten sonra üst tahta üstten kapatılıp mandallanarak hayvan sabitlenir. Hareketsiz kalan tavşandan kan alma, i.v. enjeksiyon, vücut sıcaklığı ölçümü gibi pek çok işlem burada yapılabilir. Tavşanın kulaklarının orta bölümünde görülen damarlar arterleridir. 26

27 Tavşan Kulağından Kan Alma: Tavşan sabitlendikten sonra ksilol veya sıcak su yardımıyla kulak venleri genişletilir. Seçilen vene kanül ile girilip enjektör yardımıyla kan çekilir. İhtiyacımız kadar kan alındıktan sonra kanül geri alınır ve pamuk ile tampon yapılır. Eğer ksilol kullanılmış ise kulak üzeri iyice temizlenmeli üzerine vazelin sürülmelidir. Bu işlemler sırasında tavşanın ürkütülmemesine dikkat edilmelidir aksi halde yaptığı ani kafa hareketiyle enjektörün damardan çıkmasına veya damarın parçalanmasına neden olunabilir. 4-Kobaydan Kan Alma Yöntemi Gerekli Malzemeler 1. Pamuk 2. Bistüri 3. Kanı toplamak için uygun tüp 4. Alkol Kobaydan Kan Alma: Öncelikle kobay bir yardımcı tarafından sıkıca tutularak hareketsiz hale getirilir. Bacağın kan alınacak bölgesindeki tüyler temiz bir 27

28 jiletle ile traş edilmelidir. Tüyler temizlendikten sonra bacak alkol ile iyice silinir ve resimde görülen bölge bistüri yardımıyla yavaşca kesilir ve kan santrifüj tüpüne damlatılır. İhtiyacımız kadar kan toplandıktan sonra pamukla tampon yapılır, kanamanın durduğundan emin olunur ve kobay yaşadığı yere bırakılır. 28

29 VI. LABORATUVAR: SIÇANLARDA VAJİNAL SMEAR YÖNTEMİNİN UYGULAMASI Sıçanlarda düzenli menstrual siklus gösteren diğer deney hayvanlarında çeşitli araştırmalar sırasında vajinal smear uygulaması gerekebilir. Özellikle menstrual döngünün seçilen faktörlerden etkilenip etkilenmediği, hayvanın çiftleşmeye hazır olup olmadığı ve çiftleşmeye bırakılanlarında hamile kalıp kalmadığı bu yöntemle saptanabilir. Bunun için uygulanan yöntemde epitel hücrelerinin özelliklerine lökositin ve mukusun olup olmadığına bakılır. Gerekli Malzemeler 1. Pasteur pipeti veya damlalık 2. Serum fizyolojik 3. Lam 4. Lamel 5. Işık mikroskobu Sıçana Vajinal Smear Uygulaması: Bir pastör pipetine veya damlalığına yaklaşık 0,5 ml serum fizyolojik çekilir. Yardımcı kişi tarafından smear yapılacak hayvan karnı yukarı bakacak şekilde fotoğraftaki gibi sıkıca tutulur. Pipet ucu vajinaya yerleştirilir. Serum fizyolojik içeri püskürtülür. Pipetin ucu hiç dışarı çıkarılmadan, vajinaya püskürtülen sıvı, negatif basınç oluşturularak tekrar pipetin içine çekilir. Pipetle alınan sıvı temiz bir lamın üzerine alınır. Boyama yapmaya gerek olmadan sıvının üstüne lamel kapatılır ve bu incelemede epitel hücre çeşitleri incelenir, lökosit varlığı araştırılır. Mukusu boyamadan görmek zordur, fakat pipetin ucuna sümük şeklinde takılmasıyla mukusun varlığı saptanabilir. Bu saydığımız yapılar sayesinde hayvanın hangi evrede olduğu teşhis edilebilir. Eğer hayvan geceden çiftleşmeye bırakılmışsa, pipetin ucuna takılan vajinal plak varlığıyla veya mikroskopta sperm saptanmasıyla hayvanın çiftleşip çiftleşmediği teşhis edilir. 29

30 Sıçanlarda Menstruel Siklus Evreleri Ve Özellikleri EVRE SÜRE ÖZELLİK PROEUSTRUS 12 Saat Vajinal epitel çoğalmıştır. Dış hatları oval epitel hücrelerinin merkezi nükleusları vardır. Lökosit ve mukus nadirdir. EUSTRUS 14 Saat Çiftleşme ve kızışma periyodu. Kornifiye epitel hücreleri çekirdeklerini kaybetmiştir. Çiftleşme halinde vajinal plak vardır. METEUSTRUS 21 Saat Birkaç kornifiye hücre vardır. Lökosit ve mukus boldur. Dönem sonunda çekirdekli, çok kenarlı (poligonal) hücreler ortaya çıkar. DİEUSTRUS 57 Saat İki çiftleşme periyodu arasındaki zaman aralığıdır. Değişik epitel tipleri bol miktardadır. Mukus ve lökosit vardır. 30

31 31

32

33 DENEY HAYVANLARINDA KLİNİK BİYOKİMYASAL NORMAL DEĞERLER Glikoz mg/dl Sıçan BUN mg/dl Total Protein g/dl Albumin g/dl S.G.O.T I.U/l S.G.P.T I.U/l Alkalin Fosfataz I.U/l Kolesterol mg/dl Fare Kobay Tavşan Hamster

34 DENEY HAYVANLARINDA ÖNEMLİ BAZI SERUM ELEKTROLİT NORMAL DEĞERLERİ Sodyum meg/l Sıçan Potasyum meg/l Klorid meg/l Bikarbonat mgeg/l? İnorganik Fosfor mg/dl Kalsiyum mg/dl Magnezyum mg/dl Fare Kobay Tavşan Hamster

35 35

36 İ.Ü. Cerrahpaşa Tıp Fakültesi İngilizce Tıp Hazırlık Öğrencileri İbrahim KAMER, Yasin Ceylan ve İ.Ü. Cerrahpaşa Tıp Fakültesi Tıbbi Biyolojik Bilimler Bölümü 2. sınıf öğrencisi Övgü İşbilen e yardımlarından dolayı teşekkürü bir borç biliriz.