Deney Hayvanlarında Anestezi, Analjezi ve Ötenazi Hazırlayan: Veteriner Hekim Dr. Zeynep PEKCAN Kırıkkale Üniversitesi Veteriner Fakültesi Cerrahi

Transkript

1 Deney Hayvanlarında Anestezi, Analjezi ve Ötenazi Hazırlayan: Veteriner Hekim Dr. Zeynep PEKCAN Kırıkkale Üniversitesi Veteriner Fakültesi Cerrahi ABD Anestezi, ağrı ve diğer uyarıcıların merkezi sinir sisteminde algılanmasının engellendiği geri dönüşümlü ve kontrol edilebilir bir durumdur. Anestezi tekniğinin seçimi kullanılacak hayvan türüne, uygulanacak cerrahi işlemin tipine ve süresine, araştırmacının deneyimine ve deneyin amacına bağlıdır. Hem etik hem de bilimsel nedenlerden dolayı, hayvanların ağrı ve huzursuzluğu ortadan kaldırılmalı ya da en aza indirilmelidir. Anesteziye alınmadan önce deney hayvanlarına tam bir fiziksel muayene yapılmalı ve iyi bir anemnez alınmalıdır. Denekler farklı bir yere taşınırlarsa en az üç gün yeni yerlerine alışmaları beklendikten sonra deney yapılmalıdır (anesteziye alınmalıdır). İlaç uygulaması yapılmadan önce her hayvan ayrı ayrı tartılmalı, ilaç dozları vücut ağırlıklarına göre bireysel olarak hesaplanmalıdır. Deney hayvanlarında anestezik ve analjezik ilaçlar seçilirken tür, ırk, yaş, cinsiyet, ağırlık, genel sağlık durumu, fizyolojik parametreleri, beslenme durumu, daha önceden geçirdiği operasyonlar dikkate alınmalıdır. Farklı türlere ait hayvanlar metabolizma farklılığından dolayı aynı ilaçlara farklı yanıtlar verirler. Küçük kemirgenlerin metabolizma hızları yüksek olduğu için, sanılanın aksine, büyük hayvanlara göre daha yüksek dozda anestezik madde ile anesteziye alınırlar. Aynı türdeki hayvanların bile stok ve inbred soyları arasında farklılıklar vardır; bu da karaciğer ve enzim aktivitelerindeki farklılıktan kaynaklıdır. Kemirgenler dışındaki diğer hayvanlarda kusma, aspirasyon ve mide-bağırsak genişlemesine bağlı problemleri engellemek için anestezi ve operasyon öncesinde açlık önerilir. Kemirgenlerde ise küçük boyutlarından ve yüksek metabolizma hızlarından dolayı hipoglisemi olmasını engellemek için gıda verilmesi anesteziden 1-2 saat önce kesilmelidir. Erişkin hamster ve kobaylarda ise abdominal içeriği ve olası bağırsak enjeksiyonu riskini azaltmak için 4-6 saat öncesinden gıda alımı engellenmelidir. Su kısıtlaması ise yapılmamalıdır. Enjektabl anestezikler kullanılacak ise verilecek hacim, uygulama yeri, ilacın irritan özelliği önemlidir. Enjeksiyon yerinde irritasyonu azaltmak ve yeterli dozun doğru şekilde emilmesini sağlamak için irritan veya konsantrasyonu yüksek ilaçlar seyreltilerek kullanılmalıdır. Eğer irritan bir ilaç kullanılacak ise doku hasarını azaltmak için ilaç birkaç noktadan enjekte edilmelidir. Kemirgenlerde fazla deneyim gerektirmemesi ve ağrı oluşturmaması nedeniyle en çok intraperitoneal enjeksiyon tercih edilmektedir.

2 Kolay uygulanabilmesi ve ucuz olmasına rağmen enjektabl anesteziklerin birçok dezavantajı vardır; bu ilaçlar her zaman yeterli derinlikte anestezi sağlamaz, bazen de etkisi çok uzun sürer ve uyanma gecikir. Laboratuvar hayvanlarında sıklıkla kullanılan anestezik maddeler, uygulama yolları ve dozları tablo 1 ve 2 de verilmiştir. Küçük kemirgenlere inhalasyon ajanları da güvenle uygulanabilir. İnhalasyon anestezisinde anestezi derinliğinin ve süresinin kontrolü daha kolaydır. İndüksiyon enjektabl anesteziklerle yapılabileceği gibi, cam kutu içinde veya maske ile de yapılabilir. Bu amaçla ticari olarak üretilmiş çeşitli boyutlarda maskeler bulunmaktadır. Büyük hayvanlarda gaz ile indüksiyon zordur. Hayvan işlemi hissedeceğinden tutulması da güçleşecektir hayvanın stresini en aza indirgemek için maskeden önce bir sedatif uygulanması ya da kısa etkili bir anestezik verilmesi önerilir. Boyutların küçük olması, orofarenksin uzun ve dar olması, insisiv dişlerin uzun olması, komissuraların çok açılmaması, dilin tombul ve frajil olması nedeni ile kemirgenlerin entübasyonu zordur, özel ekipmanlar gerektirir. Entübasyon yetişkin tavşanlarda 2-4 mm çapındaki entübasyon tüpü ile, fare ve ratlarda ise 14 veya 20 gauge luk intravenöz kateterlerin endotrakeal tüp amacı ile kullanılarak solunum cihazına adapte edilmesi ile kullanılabilir. Günümüzde insanlarda kullanılan tüm inhalasyon anestezikleri laboratuvar kemirgenleri için güvenli anestezi sağlar. Kullanılan inhalasyon anestezikleri ve konsantrasyonları tablo 3 te belirtilmiştir. Tavşanlar taşınırken veya anesteziye alınırken korkudan strese girerek akinezi gösterebilir, veya dakikadaki solunum hızı den 200 e kadar çıkabilir; bu nedenle manuplasyonlar sakin bir şekilde yapılmalıdır. Tavşan tam olarak uyuduğuna emin olmadan elden bırakılmamalıdır çünkü tam olarak uyumamış tavşan ani ve aşırı bir hareketle lumbal vertebra kırılmasına neden olabilir. Tavşanların %60 ında atropinaz enzimi üretimi fazla olduğu için atropin hızlı inaktive olur. Bu nedenle atropinin önerilen dozu yüksek (0.5-2 mg/kg) ve yarılanma ömrü kısadır (10-15 dakika). Buna alternatif olarak eğer antikolinerjik bir ajan kullanılacak ise glikoprolat önerilebilir. Domuzların genel anestezisinde aşırı salivasyon, periferal damar kateterizasyonunun zorluğu ve entübasyon güçlüğü nedeni ile çeşitli problemler ile karşılaşılır. Anesteziden 24 saat önce gıda alımının engellenmesi önerilir. Anesteziye alındıklarında ise malignant hipertermi, hipotermi, hipotansiyon ve hipoventilasyon gibi problemlerle karşılaşılabilir. Koyunlarda da genel anestezi sırasında karşılaşılabilinecek başlıca problemler aşırı salivasyon, ruminal timpani ve regürgitasyondur. Rumen (işkembe) içeriğinin azaltılması

3 amacı ile saat öncesinden gıda alması engellenmelidir. Böylece hem regürgitasyon hem de şişkinliğe bağlı solunum güçlüğü azaltılmış olur. Regürgitasyonun engellenmesi için kaflı entübasyon tüpü kullanılmalı, orogastrik tüp yerleştirilmeli ve anestezi sırasında mümkünse pozitif basınçlı ventilasyon yaptırılmalıdır. Koyunların uyanma sırasında abdominal içeriklerinin diyaframa baskı yapmaması için arkaya doğru hafif eğimli tutulması, mide tüpünden gelen sıvıların ve salivasyonun aspirasyonunun engellemek ve pasif drenajı sağlamak için başın göğüs hizasından aşağıda tutulması gereklidir. Anestezi sırasında standart monitörizasyonda kullanılan pek çok ekipman boyutlarının küçük olmasından dolayı küçük kemirgenlerde kullanılamaz. Ancak solunumun periyodik olarak gözlenmesi, müköz membranların rengi ve albino hayvanlarda göz renginin kaybolması hayvanın durumunun değerlendirilmesinde operatöre yardımcı olur. Kobaylar dışındaki kemirgenlerde pedal refleksin kaybolması cerrahi düzeyde anestezi için yeterlidir. Kobaylar için ise kulak sıkma refleksinin kaybolması yeterlidir. Operasyon sırasında ve sonrasında küçük kemirgenlerde en sık karşılaşılan komplikasyon hipotermidir. Vücut alanları hacimlerine oranla büyük olduğu için anestezi süresince hipotermiden sakınılmalıdır. Engellemek amacı ile anestezi süresince ısıtmalı yatakta yatırılması önerilir. Operasyondan sonra wattlık ampullerin hayvanın cm uzağına konulması ile de yeterli ısı sağlanabilir. Bazen kanama ya da operasyon sırasında buharlaşma ile fazla sıvı kaybı olur; bu durumda ılık FTS nin subkutan veya intraperitoneal verilmesi ile hayvanın uyanması hızlandırılabilir. Hayvan uyanmadan önce aspire ederek solunumu engellememesi için altlıklı alana konmamalıdır. Deney hayvanlarında da diğer canlılarda olduğu gibi preoperatif, intraoperatif ve postoperatif dönemde analjezikler uygulanmalıdır. Geçmişte hayvanların ağrı eşiğinin yüksek olduğu ve insanlar kadar ağrıyı hissetmediğine inanılırdı. Ancak bu düşünce günümüzde geçerliliğini yitirmiştir; genel düşünce bir prosedür eğer insan için ağrılı ise ve ağrı kesici kullanılmasını gerektiriyor ise hayvan için de en az onun kadar ağrılıdır ve ağrı kesici kullanılması gereklidir. Sadece hayvanlar insanlar gibi sözlü iletişim kuramadığı için ağrının değerlendirmesi zordur ve farklı türlere göre ağrıya verilen tepkiler farklıdır. Minör girişimler için sadece bir doz analjezik madde yeterli olabilir, ancak major girişimlerden önce ve sonra ilk 24 saat veya daha uzun süre gerektikçe narkotik analjezikler uygulanmalıdır. Laboratuvar hayvanları alışık ve güvenli oldukları ortamlarda ağrıya ilişkin semptomlarını daha rahat sergilerken, muayene için kafesten çıkarıldıklarında bu semptomlarını gizlerler; bu nedenle davranış kontrolü muayene edilmeden önce kafes içinde iken yapılmalıdır.

4 Çalışmayı yapan araştırmacının ağrılı girişimlerde etik olarak analjezik madde uygulamasının zorunlu olmasının yanında cerrahi girişimlerden sonra iyileşmeyi etkileyen ağrının istenmeyen bazı fizyolojik değişiklikler yaptığı da bilinmektedir. Operasyon sonrasında ağrı çeken hayvanın gıda ve su tüketimi azalır, solunumu değişir (özellikle torakotomilerden sonra) ve kendi bakımını yapamaz. Ağrıya bağlı hareketsizlik kaslarda spazma, atrofiye ve geç iyileşmeye, dekübit yaralarına, dışkı ve idrara bağlı şekillenen dermatitlere ve hayvanın genel durumunun bozulmasına neden olur. İnsanlarla sözlü iletişim kurulabildiği için doktorlarının önerilerine bağlı kalarak bazı postoperatif bakım işlemlerini zorlukla da olsa yerine getirmekte ya da belli başlı bazı önlemleri alabilmektedirler (bağırsak operasyonundan sonra ağrısı da olsa yürütülmesi, operasyon bölgesine dokunmaması gibi), ancak laboratuvar hayvanlarında bu imkansızdır. Hayvan operasyon bölgesini yalayarak ya da ısırarak dikişlerinin açılmasına ve enfekte olmasına neden olabilir. Ağrılı uyarana karşı hayvanın verdiği yanıt 3 genel kategoride değerlendirilir: fizyolojik, biyokimyasal ve davranışsal. Hayvan çalışmalarında kullanılan fizyolojik parametreler vücut ısısı, kalp ritmi, solunum ve vücut ağırlığınındaki değişimlerdir. Kortikosteroid, katekolamin gibi çeşitli hormonel değişimler biyokimyasal parametrelerdir. Ancak laboratuvar hayvanları gibi küçük hayvanlarda bu parametrelerin değerlendirilmesi pratik değildir. En çok tercih edilen davranışsal değişikliklerdir. Ancak bunun için de çalışan kişinin hayvanın normal davranışlarını bilmesi gereklidir. Hayvanlarda ağrının doğru değerlendirilebilmesi için hayvan türlerine spesifik davranışların dikkatli değerlendirilmesi gerekir; ağrı şekillenmeden önce ve şekillendikten sonraki değişiklikler karşılaştırılmalıdır (pre- ve postoperatif). Yem tüketiminde azalma, vücut tutuşu, hareket ve davranış değişiklikleri ve vokalizasyon ağrının değerlendirilmesinde kullanılan davranışsal değişimlerin başında gelir. Etkilenen alana yapılan palpasyona verilen tepki de önemlidir. Davranışsal değerlendirmeyi yaparken gözlemcinin uygun zamanda yapması da önemlidir (örneğin: noktural türlerin akşam gözlenmesi gibi). Analjezi amacı ile kullanılan ilaçlar sentral hipersensitivite olmadan önce yani preoperatif dönemde uygulanmalıdır. Laboratuvar hayvanlarında genellikle analjezik amacı ile non-steroidal antienflamatuvar ilaçlar ile narkotik analjezikler kullanılırlar. İlaçlar ve kullanılan dozları tablo 4 de verilmiştir. Tavşan, koyun, domuz gibi hayvanlarda postoperatif analjezi amacı ile epidural anestezi veya analjezi de uygulanabilir; ancak diğer laboratuvar hayvanlarında boyutlarının küçük olmasından dolayı zordur. Genellikle opioid analjeziklerin etki süreleri kısadır; bu da gece boyunca analjezinin devamının sağlanmasında problem yaratır. Bu nedenle buprenorphine gibi daha uzun etkili opioidlerin kullanılması önerilir.

5 Nonsteroidal antienflamatuvar ilaçların etki süreleri opioidlere göre daha uzun olduğu için orta şiddetli ağrılarda tercih edilebilir. Postoperatif dönemde ağrının engellenmesinin yanında stresin de engellenmesi önemlidir. Islak bir zeminde anesteziden uyanmak, soğuk, rahat olmayan altlık ve alışkın olmadığı bir çevre hayvanlar stres kaynağıdır. Ötenazi ağrısız ve stressiz bir şekilde bilinçli olarak yaşamın sonlandırılmasıdır. Hayvan acı çekiyorsa, ağrı içinde ise, tedavi edilemeyecek bir hastalık varsa ve deneyin amacı için yaşaması gerekli değilse bu hayvanın yaşamasına son verilmesi önerilir. Araştırma devam ederken aşağıdaki klinik/patolojik değişiklikler ötenazi endikasyonunu gerektirir. -gıda ve su alınımının durması, sürekli anoreksi -belirgin kilo kaybı (hızlı >%15 veya devamlı >%20) -şiddetli dehidrasyon -konvülziyon ve epileptik davranışların ortaya çıkması -kendisine zarar vermeye başlaması -geçmeyen ishal -beden ısısında daimi ve belirgin düşme (<34 C o ) -tümör boyutlarında büyüme (fare için vücut ağırlığının >%10 u veya ~2 cm 3, rat için vücut ağırlığının >%10 u veya ~40 cm 3 ), nekroz ve kanama -solunum güçlüğü Uygun ötenazi metodu seçilirken, çalışılacak dokulara etkisi bilinmeli ve ona uygun yöntem seçilmelidir. Yöntem basit, güvenilir ve etkin, geri dönüşümsüz, ekonomik ve laboratuar personeli için güvenli olmalıdır. Bilinç kaybolmalı; ölüm ağrısız, huzurlu ve rahat bir şekilde olmalıdır; indüksiyon ve bilinç kaybı arasındaki süre kısa olmalıdır. Bunlara ek olarak uygulayan kişiyi de duygusal açıdan etkilememelidir. Uygulayan personelin eğitim alması esastır. Uygulamadan önce hayvanlara sıkıntı yaratmayacak şekilde davranılmalıdır. Korkan hayvanların vokalizasyon ve koku salgılamaları diğer hayvanlarda aşırı tedirginlik ve korkuya neden olabilir. Bu nedenle hayvanlar mümkünse diğerlerinin yanında öldürülmemelidir. Kimyasal ve fiziksel olmak üzere başlıca 2 metot vardır. Laboratuvar hayvanlarında kullanılan yöntemler tablo 5 de verilmiştir.

6 Tablo 1: Laboratuvar hayvanlarında sedasyon amacı ile kullanılan bazı anestezik maddeler, veriliş yolları ve dozları Atropin Glikoprolat Asepromazin Diazepam Midazolam Ksilazin **Droperidol+ Fentanil Fare Rat Tavşan Kobay Koyun Domuz ,,İV ,,İV 1-5,İP 3-5 İP 1-2 İP,İV İP, 1-10 ml/kg 0.05,,İP İP,,İV ,İP ml/kg,ip , İV 2 İV,İP 5,İV ml/kg, , İP ,İV, İV, ml/kg, *,İV , 0.5-2, İV İV, 1-3,İV 0.1 ml/kg, * Yüksek veya tekrarlayan dozlar işkembe hareketlerinde durmaya, şişkinliğe ve buna bağlı hipoksemiye neden olabilir. ** Uygulamadan önce FTS ile sulandırılmalıdır. Tablo 2. Laboratuvar hayvanlarında anestezi amacı ile kullanılan bazı anestezik maddeler, veriliş yolları ve dozları Fare Rat Tavşan Kobay Koyun Domuz Ksilazin+ Ketamin İP, İP, 2, Diazepam+ Ketamin İP, İP İV Thiopental İP,İV 20 İV İV İV 1 Pentobarbital İP,İV İV İV İP İV İV Tiletamin+ Zolezepam İP 5-25 İV ,İP 4-12 İV 4.4 Propofol İV 7-10 İV 5-10 İV İV 3 İV 1 Domuzlarda ve koyunlarda uyanma gecikebilir. Kullanılması çok tercih edilmemektedir. Tablolarda değerler mg/kg olarak verilmiştir.

7 Tablo 3. Laboratuvar hayvanlarında anestezi amacı ile kullanılan inhalasyon anestezikleri ve konsantrasyonları İndüksiyon konsantrasyonu İdame konsantrasyonu Eter %15-20 %5 Halotan %4-5 %1-2 İzofloran %4 %1.5-3 Sevofloran %3-5 %2-3 Metoksifluran %4 %0.5-1

8 Tablo 4. Laboratuvar hayvanlarında kullanılan bazı analjezik maddelerin dozları, veriliş yolları ve etki süreleri Butorfanol 1 Buprenorfin Nalbufin Meperidin Morfin Ketoprofen Kaprofen 2 Fluniksin meglumin 3 Aspirin Fare Rat Tavşan Kobay Koyun Domuz 1-5 q4hr, QID,BID, 1-2, q4hr, 10-20,q2-3hr,, 2-5, q4hr, BID,SID, SID,BID,PO 2.5 SID,BID, 120, q4hr, PO 1-2 q2-4hr,, BID,TID,,İV 1-2, q4hr, 10-20, q2-3hr,, 2-5, q4hr,,, 5 SID,,PO SID,BID,,PO 2.5 SID,BID, 100, q4hr, PO q4hr, İV QID,BID,,İV 1-2, q4hr, 5-10, q2-3hr,, 2-5, q4hr,, 3 SID, 0.05 TID,BID,,,İV 1-2, q4hr, q2-4hr,, q4hr,,iv 10, q2-4hr, , q4hr,, q4-6hr, QID,BID,İV, , q4hr, 2, q2hr,,iv 0.2-1, q4hr, 5 SID, ,, BID 1.5 PO, BID SID,BID,, , q4hr, PO 85, q4hr, PO 2, SID,,İV 1, SID, Uzun süreli kullanımları domuzlarda gastrik ülserasyona, yüksek dozları ise ratlarda pikaya bağlı mide şişmesine neden olabilir. 2 Uzun süreli kullanımları hayvanlarda gastrik ülserasyon, hepato-nefrotoksisiteye neden olabilir. 3 Uzun süreli kullanımları hayvanlarda gastrik ülserasyona neden olabilir. Tabloda değerler mg/kg olarak verilmiştir.

9 Tablo 5. Laboratuvar hayvanlarında ötenazi amacı ile kullanılan yöntemler ve değerlendirilmesi İlaç Halotan, Enfloran, İsofloran Sodyum pentobarbital Etkileme hızı Etkinliği Kullanım kolaylığı Güvenlik Anestezik etkinliği *Değerlendirme (1-5) Uyarı Kabul edilebilir Kabul edilebilir T Sadece İV uygulandığında Inert gazlar (Ar) Kabul edilebilir Beyin sarsıntısı Diğer yöntemler tercih edilmelidir Servikal dislokasyon Sadece deneyimli kişiler tarafından uygulanmalıdır Mikrodalga Diğer yöntemler tercih edilmelidir Dekapitasyon Diğer yöntemler tercih edilmelidir Karbon dioksit (tek kullanıldığında) 5 (hayvan bilinçsiz ise) Hayvan bilinçsiz iken uygulanmalıdır. Karbon monoksit Uygulayan kişi için tehlikelidir Hızlı dondurma Kabul edilemez

10 Hoff J.A.R.A.M., Baumans V., Brain P.F. (2003): Ağrı ve Acının Algılanması. Zutphen L.F.M., Baumans V., Beynen A.C. (ed). Laboratuvar Hayvanları Biliminin Temel İlkeleri, Medipres, Ankara, sayfa Bertens A.P.M.G., Booij L.H.D.J., Flecknell P.A., Lagerwej E. (2003): Anestezi, Analjezi ve Ötanazi. Zutphen L.F.M., Baumans V., Beynen A.C. (ed). Laboratuvar Hayvanları Biliminin Temel İlkeleri, Medipres, Ankara, sayfa University of Stanford Comparative Medicine. Laboratory Animal Care Erişim Tarihi: 5.Kasım.2007 Flecknell P. (1999): Pain assesment, alleviation and avoidance in laboratory animals. ANZCCART News 12 (4):1-4 Mayer J. (2007): Use of behavior to recognize pain in small mammals. Lab animal. 36(6): Riebold T.W. (1996): Anesthesia and immobilization of spesific species. Ruminats. Thurmon J.C., Tranquilli W.J., Benson G.J. (ed). Lumb&Jones Veterinary Anesthesia. 3.ed. Williams&Wilkins. Baltimore, sayfa: Thurmon J.C., Tranquilli W.J., Benson G.J. (1996): Anesthesia and immobilization of spesific species. Swine. Lumb&Jones Veterinary Anesthesia. 3.ed. Williams&Wilkins. Baltimore, sayfa: Thurmon J.C., Tranquilli W.J., Benson G.J. (1996): Anesthesia and immobilization of spesific species. Anesthesia of wild, exotic and laboratory animals. Lumb&Jones Veterinary Anesthesia. 3.ed. Williams&Wilkins. Baltimore, sayfa: