Gökkuşağı Alabalığı (Oncorhynchus mykiss, Walbaum) Etinde Bulunan Karotenoidlerin (Astaksantin ve Kantaksantin) HPLC Metodu ile Analiz Yapım TEKNİĞİ ÖZET Nihat YEŞİLAYER 1, Muammer ERDEM 1, Ömer IŞILDAK 2 1-ONDOKUZ MAYIS ÜNİVERSİTESİ, SİNOP SU ÜRÜNLERİ FAKÜLTESİ 2-GOP ÜNİVERSİTESİ, FEN EDEBİYAT FAKÜLTESİ, KİMYA BÖLÜMÜ nihatyesilayer@gmail.com Alabalık etinin karakteristik pembe-kırmızı rengi, balıkların doğadan aldıkları besinlerdeki karotenoid pigmentlerden meydana getirdikleri birikimin bir sonucudur. Alabalıklarda renklenme balık yetiştiricileri ve yem üreticileri için hayati önem taşımaktadır. Ticari alabalık yemlerine katılan, sentetik karotenoidlerden astaksantin ve kantaksantin en yaygın olarak bilinenler olup, yemlere biri veya ikisi birlikte katılmaktadır. Yemlere katılan karotenoidlerin yem maliyetini %15 20 oranında artırmasından dolayı, balık etindeki birikiminin fazla olması istenmektedir. Gökkuşağı alabalığı etinde depolanan astaksantin ve kantaksantinin HPLC ile miktarlarını tespit etmek için yapılan bir ön çalışma amaçlanmıştır. Gökkuşağı alabalıkları yemlerine belirli oranlarda ilave edilen astaksantin (Carophyll pink %8) ve kantaksantin (Carophyll red %10) ile beslenmiştir. Deneme sonunda, renklenen balık etinde astaksantin ve kantaksantin miktarları, filetodan alınan örneklerle HPLC de analizleri yapılarak bulunmuştur. Anahtar Kelimeler : HPLC, Astaksantin, Kantaksantin, Oncorhynchus mykiss THE ANALYSES OF CAROTENOIDS (ASTAXANTHIN AND CANTHAXANTHIN) IN RAINBOW TROUT (Oncorhynchus mykiss) FILLET BY HPLC METHOD ABSTRACT The characteristic pink color of salmonid flesh is a result of deposition of naturally occurring carotenoid pigments. Achieving successful pigmentation in farmed salmonids is a vital aspect of fish farming and commercial feed production. Currently commercial diets for farmed salmonids contain either or both of the synthetic pigments commercially available, astaxanthin and canthaxanthin. Because them pigments approximately 15-20% of total cost of feed production, high deposition of them in flesh is demanded. The aim of this preliminary study was to analyze the deposition of astaxanthin and canthaxanthin in Rainbow trout fillet. The fish were fed with diets containing astaxanthin (Carophyll pink %8) and canthaxanthin (Carophyll red %10). At the end of study, the quantity of astaxanthin and canthaxanthin in coloured muscle were analyzed by HPLC. Key Word : HPLC, Astaxanthin, Canthaxanthin, Oncorhynchus mykiss GiRiŞ Renklenme, doğadaki balıkların savunmalarına ilaveten sosyal yapılarında da rol oynar. Balıklar değişik görünmelerini sağlayan birçok hassas yapıya sahiptirler. Balıkların vücut renkleri, kromatafor denilen derilerindeki özel hücrelerin varolmasına bağlıdır. Bunlar pigmentleri veya ışık yayan veya ışık yansıtan organelleri kapsar. Biyolojide, bitki veya hayvan doku veya hücrelerindeki renklenmeyi sağlayan her 788
maddeye pigment denir. Karotenoid ise, hayvan ve bitki aleminde doğal olarak meydana gelen pigmentlerin en yaygın olarak bilinen gruplarının bir tanesinin genel ismidir(anderson, 2000). Salmonidae familyasında bulunan balıklardan göç eden salmonid türleri (Salmo spp., Oncorhynchus spp., ve Salvelinus spp.) pembeden kırmızıya değişen et renkleri, bu balıkların ayırt edilen özelliklerinden biri olup, onlara seçkin bir görünüm sağlamaktadır. Bu nedenle, doğal olarak ve yetiştiricilik yoluyla üretilen bu balıkların tüketici isteklerini karşılamak üzere renklenmiş olması ekonomik açıdan büyük önem taşımaktadır (Torrisen et al., 1989). Dünyada Salmonidae familyasına ait balık türlerinin toplam üretimi 1.978.109 tona ulaşmış olup bu üretimin %50 den fazlasını sadece iki ülke gerçekleştirmektedir. Salmonid türü balıkların yıllara göre en fazla üretimini yapan ülkeler Çizelge 1.1. de verilmiştir (Anonim, 2006). Çizelge 1.1. Salmonid türü balık yetirtiriciliği yapan ülkelerin yıllara göre üretim miktarları (ton) (Anonim, 2006) Table 1.1. Salmonids culture of some country production amount by years (Tons) (Anonymous, 2006) Ülkeler 2000 2001 2002 2003 2004 Norveç 489 121 508 185 546 373 578 747 629 443 Şili 342 406 504 422 482 392 486 850 568 875 İngiltere 139 983 151 782 160 097 160 921 174 120 Kanada 94 632 116 824 135 185 113 753 101 645 Türkiye 44 533 38 067 34 553 40 868 45 082 Fareo Ada. 32 610 51 749 50 952 65 517 41 879 Danimarka 40 931 39 470 30 857 35 739 40 428 A.B.D. 49 297 46 657 37 477 39 360 40 103 Toplam 1 543 831 1 786 711 1 791 061 1 855 365 1 978 109 Hayvansal ürünlerin üretim ve pazarlamasında tüketici istekleri ön plana çıkarılarak, tüketicinin seçimini etkileyecek bazı fiziksel özelliklerin bulunması gerekir. Renklenmede bu fiziksel özelliklerden biridir. Tüketici tercihlerinde farklılıklar olmakla birlikte, doğal ortamda yetişen alabalıklarda et rengi pembe kırmızı olduğundan, kültüre alınmış alabalıklarda da tüketici tarafından da pembe-kırmızı renk istenmekte ve bu ürünlere daha yüksek değer verilmektedir (Chaubert, 1985; Torrisen, 1986 ). Su ürünleri pazarlanmasında önemli yer tutan renklenme sorunu; balık rasyonlarına uygun renk maddelerinin katılması ile aşılabilir. Birçok deniz ürününde göz alıcı renklenme karotenoid pigmentlerden dolayıdır (Shadidi ve ark.,1998). Bu yüzden önemli akuakültür türlerinin renklenmesi, salmonidlerin etini, karides, istakoz ve diğer türlerinin kas epitelyumu nu ve dış iskeletini, kırmızı ve sarı renkteki balıkların deri rengini, yumuşakçaların gonad ve hepetopankreaslarınıda kapsamaktadır (Sigugisladottir et al., 1997). Balıklar karotenoidleri dönüştüremezler yalnız yemin içinde bulunan karotenoidleri deri ve etlerinde tutabilirler. Doğada yaşayan gökkuşağı alabalıklarının etinde bulunan karotenoid astaksantindir. Astaksantin antikanserojen ve antioksidandır (Schiedt et. al., 1985). 789
Doğada bulunan Salmonların etindeki toplam karotenoid içeriğinin %90 nından fazlasını astaksantin oluşturmaktadır. Yedikleri krustesalardaki astaksantini absorbe eden Salmonlar kan yolu ile kasta ve deride depo etmektedirler (Anderson, 2000). Kantaksantin ise ilk olarak kanatlı hayvan yetiştiriciliğinde kullanılmaya başlanılmış olup daha sonra yetiştiriciliği yapılan salmonid türleri için yaygın olarak kullanılan ilk pigment kaynağıdır (Torrisen, 1986). Kantaksantini gökkuşağı alabalığı aldığı yemlerden absorbe etme yeteneğine sahip olduğu ve dokularında, özellikle kasında, oldukça yüksek konsantrasyonlarda depolandığı bilinmektedir (Choubert, 1985). Salmonid pigmentasyonunda yemlere katılan karotenoid kaynaklarının balık etinde tutulma oranı oldukça düşük oranda olması nedeniyle, ette tutulma oranının daha yükseltilebilmesi ekonomik açıdan büyük önem taşımaktadır. Ticari olarak 100000 ton balık üreten bir işletmede balık etinde karotenoid tutma oranının yaklaşık %4 ten %10 a çıkarılabildiği takdirde yem maliyetinde, yaklaşık 10 milyon dolarlık azalma olabileceği belirtilmektedir (Torrissen ve ark., 1989). Tutulma oranını etkileyen faktörlerin başında karotenoid kaynağı gelmektedir. Karotenoidin doğal veya sentetik kaynaklı olması balık etindeki karotenoid konsantrasyonunu etkilemektedir. Astaksantin ve Kantaksantin tek başlarına veya kombinasyonları şeklinde salmonid türü balıkların pigmentasyonunda en yaygın kullanılan karotenoidler olup balık yemlerine ilave edilen karotenoidler, yemin fiyatını en az %20 artırmaktadır (Torrissen et al.,1989; Storebakken and No, 1992). Bu sebeplerden dolayı tutulma oranının en yüksek olduğu kaynakların ve pigmentasyonda etkili olan karotenoid türünün belirlenmesi gerekmektedir. Karotenoidler spektrofotometrik ve kromatografik yöntemlerle belirlenmektedir. Spektrofotometrik yöntem en çok kullanılan yöntem olup, ekstrakte edilen madde maksimum absorbansı veren dalga boyunda ölçülerek sadece karotenoid miktarı hesaplanmaktadır. Kromatografik yöntemlerde yüksek performanslı sıvı kromatografisi (HPLC) ince tabaka kromatografisi (TLC) ve kolon kromatografisi kullanılmaktadır. Her üç yöntemde de öncelikle, karotenoidler balık etinden çözücüler yardımıyla ekstrakte edilmekte ve kromatografiye uygulanmaktadır. TLC de elde edilen beneklerin Rf degerinden karotenoid türü belirlenmekte, karotenoidin miktarını belirlemek için ise benekler ayrı ayrı çözücüye kazınarak aktarılmakta ve spektrofotometrik olarak ölçüm yapılmaktadır (Bhosale and Gadre, 2001). Kolon kromatografisinde de, kolonda oluşan farklı renk katmanları ayrı toplama kaplarına alınarak, spektrofotometrede maksimum absorbansı ölçülerek karotenoid türü ve miktarı belirlenmektedir (Simpson et al., 1964). HPLC kromatogramında ise balık etinde mevcut olabilecek karotenoidlerin standartları belirli konsantrasyonlarda hazırlanır. Standartların kromatografta tutunma zamanları tam olarak tespit edildikten sonra elde edilen balık eti ekstratları kromotografa enjekte edilerek, örneklerin pikleri standartların piklerinden faydalanarak öncelikle balık eti örneğindeki karotenoid türü tespit edilir ve daha sonra standartların piklerinden yararlanılarak balık eti örneğindeki karotenoidin miktarı belirlenebilmektedir (Girard et al., 1994). Bu amaçla çalışmada, spektrofotometrik yöntem ile balık etinde bulunan toplam karotenoid belirlenmesinden farklı olarak, HPLC metodu ile balık etinin renklenmesinde etkili olan karotenoidlerin türü tespit edilmeye çalışılmıştır. Aynı zamanda mevcut karotenoid türlerinin konsantrasyonlarıda tespit edilebileceği incelenmiştir. MATERYAL VE METOD 1. Deneme Planı Ticari bir işletmeden temin edilen ortalama 100 g. ağırlığa sahip gökkuşağı alabalıklar, motopompla yeryüzüne çıkarılan tatlı su bulunan, yuvarlak 330 lt lik tanklarda 790
tutulmuşlardır. Balıklar elle yemleme yöntemi ile sabah ve akşam günde iki kere, yem alma isteği kriteri ve yemleme esnasında balıkların hareketleri gözlenerek doyuncaya kadar yem verilmiştir. Araştırmada astaksantin ve kantaksantinli yem ile beslenmiş alabalıklar kullanılmıştır. 2. HPLC Analizi İçin Balık Eti Örneklerinin Hazırlanması Üç tane balıktan yaklaşık olarak 150 g. lık yağsız ve kılçıksız balık eti alındı. Kıyma haline getirilerek 2 g. alınıp poli propilen tüp içinde tartıldı daha sonra 0.5 ml distile su ve 3 ml aseton ile konularak homojenize edildi. Sonra 3 ml butil metil eter ve 5 cam bilye ilave edilip tüpler sıkıca kapatılıp 20 saniye elle kuvvetlice çalkalanır. Vortekste (Falc marka mix 20 model) 1 dakika kadar karıştırılmaya devam edildi. Tüpler daha sonra 10 dakika 1500 g santrifüj (Nüve NF 615 model) edilir. Takiben temiz bir tüpe üstteki faz alınır, citranaxanthin solusyonu (Basf AG, Ludwigshafen, Germany) ilave edilir ve bir internal standart ( sonuç konsantrasyonu 50-70 µg/ml ) yardım için üstten karıştırılır. Citranaxanthin solusyonunun konsantrasyonu ette beklenen astaksantin ya da kantaksantin düzeyinin temeline göre seçilir. 1-2 g susuz sodyum sülfat numunenin suyunu çekmesi için tüp içine ilave edilir. Tüp içeriği azot atmosferinin akıcılığı altında uzaklaştırıldı (Şekil 2.1). Geriye kalanlar ilk önce 0.2 ml asetonla sonra hareketli fazdan 2 ml ilave edilerek çözdürülür. Sonuçta HPLC kolonuna enjekte edilmeden önce Hamilton microlitre (250 µl Banaduz, Schweiz) 0.2 µm naylon zarlı şırıngadan filtre edilerek (Schleicher and Schuell, Germany) süzdürülür daha sonra enjekte edilir (Şekil 2.2). Şekil 2.1. Azot atmosferinde asetonun uzaklaştırılarak örneğin hazırlanması Figure 2.1. By evoparation of acetone under a flow nitrogen preparation of samples 791
Şekil 2.2. Hazırlanan balık örneklerinin HPLC ye enjekte edilmesi Figure 2.2. Enjection of prepared fish samples to HPLC system 3. HPLC Sistemi ve Kondisyonları HPLC sistem bir Perkin Elmer series - 200, HPLC pompa seri 200 pompa ve Alltech HPLC kolon econosphere silica 5U 250 mm* 4,6 mm, 590 nm dalga boyunu referans alan 475 nm kurulu Series 200 UV/ visdetektörü bağlantısı mevcuttur (Şekil 2.3.1). Hareketli faz (86:14n-heptane/aseton) 1.2 ml/dk akış hızında run time 10 dakika ve kolon basıncı 31 bar olacak şekilde örnekler filtre edildikten sonra 20 µl enjekte edilerek sırasıyla uygulanır. Astaksantin, kantaksantin ve citranaxanthinin pik bölgesinin oranının integresyonu ve karşılaştırması yapılarak miktarı tespit edilir (Baker et al., 2002). Şekil 3.1. HPLC sistemi ve kondisyonları Figure 3.1. HPLC system and conditions 792
2.4. Astaksantin ve Kantaksantin Standartlarının Hazırlanması 1, 5 ve 10 ppm lik standartlar hazırlamak için, 100 mg. % 8'lik astaksantin renk maddesi (Carophyll pink) tartılarak 250 ml.'lik ölçü balonu içerisinde maksimum 60 ºC 'de sıcak suda eritilir. Bu çözeltiden 15.625 ml. alınıp ultrasonik su banyosu üzerinde erlen içine konarak kurutulur. Banyo içindeki suyun sıcaklığının fazla yüksek olmamasına dikkat edilir. Suyu buharlaştırılarak uzaklaştırılan erlen içindeki astaksantin 50 ml.'lik ölçü balonunda asetonla eritilerek balon ölçü çizgisine kadar (toplam 50 ml) tamamlanır. Bu esnada çözeltinin konsantrasyonu 10 ppm'dir. Hazırlanan örnekten, sırasıyla 5 ve 25 alınarak 50 ml.'lik ölçü balonlarına aktarılır. Balonlar tekrar ölçü çizgisine kadar asetonla tamamlanır. Hazırlanan solusyonların konsantrasyonu sırasıyla 1, 5 ve 10 mg/kg (ppm) astaksantin içermektedir. Aynı işlemler %10 luk kantaksantin renk maddesi (Carophyll red) için yapılmıştır. 2.5. Bulguların değerlendirilmesi Deneme sonunda, HPLC ile elde edilen veriler aşağıdaki formüllere göre hesaplanmaktadır (A0AC, 1995; Basf Colloquium). Est µg/ml = (Ext * 1000 *1000* D) / (E1/1 * 100) Est µg/ml = Astaksantin, kantaksantin ve citranaksantin stok solusyonunun içeriği (µg/ml) Ext = ekstiksiyon katsayısı D = sulandırma faktörü (Astaksantin ve kantaksantin için 25, citranaxantin için 10) E1/1 = 1910 astaksantin, 1970 kantaksantin, 2680 citranaxantin EST AS = EST I / D Astaksantin kalibrasyon solusyonunun konsantrasyonu (µg/ml) EST K = EST II / D Kantaksantin kalibrasyon solusyonunun konsantrasyonu (µg/ml) EST C = EST III / D Citranaxantin kalibrasyon solusyonunun konsantrasyonu (µg/ml) D = Astaksantin ve kantaksantin için 100, 50, 20 citranaksantin için 50, 20, 10 K F = (EST C * A E ) / ( EST * A EC ) K F = Astaksantin ve kantaksantinin her biri için kalibrasyon faktörü A E = Astaksantin ve kantaksantinin kalibraston solusyonunun alanı EST = astaksantin ve kantaksantin kalibrasyon solusyonunun konsantrasyonu (µg/ml) A EC = Citranaxantin kalibrasyon solusyonunun konsantrasyonu (µg/ml) Balık eti örneklerinin konsantrasyonu ise, Astaksantin ve kantaksantine ayrı ayrı uygulanır. G = (Z C * A) / ( A c * K F * Ew) G = örneklerin konsantrasyonu (µg/ml) Z C = stok solusyondan ilave edilen citranaksantin miktarı (µg) A = Astaksantin ve kantaksantinin her biri için örnek alanı A C = Citranaxantin için örneğin alanı Ew = örneğin ağırlığı (g) BULGULAR HPLC uygulaması için hazırlanan standart ve örneklerin solusyonlarının farklı orandaki konsantrasyonları enjekte edilir. Enjekte edilen astaksantin ve kantaksantin standart (Kalibrasyon) solusyonların tutunma zamanları Şekil 3.1ve 3.2 de de görüldüğü üzere referans kabul edilmektedir. Standartlardan tutunma zamanları astaksantin için, 5.53 E (trans)-astaksantin, 6.32 9Z (cis)-astaksantin ve 7.01 13Z (cis)-astaksantin izomeri olarak kantaksantin için, 3.20 olarak belirlenen karotenoidler daha sonra balık eti ekstratı içeren Astaksantin ve kantaksantin örneklerin tutunma zamanları bilgisayar 793
ekranında görülerek ve her bir karoteneoidin alanları belirlenmiştir (Şekil 3.3. ve 3.4.). Örnek olması açısından Carophyll pink ticari markası adı altında üretilen sentetik astaksantin üzerine yapılan HPLC çalışmasında ise mevcut bütün karotenoidlerin tutunma zamanı ve pik alanları Şekil 3.5 de görüldüğü gibi çalışmamızdakine benzer bulgular bulunmuştur. Şekil 3.1. Astaksantin standartının HPLC sisteminde tutunma zamanı Figure 3.1. Retention time of astaxanthin standart solutionin HPLC Şekil 3.2. Kantaksantin standartının HPLC sisteminde tutunma zamanı Figure 3.2. Retention time of canthaxanthin standart solution in HPLC system 794
Şekil 3.3. Hazırlanan balık örneğinin HPLC sisteminde tutunma zamanı Figure 3.3. Retention time of prepared fish samples in HPLC system Şekil 3.4. Hazırlanan balık örneğinin HPLC sisteminde tutunma zamanı Figure 3.4. Retention time of prepared fish samples in HPLC system Şekil 3.5. Sentetik astaksantin (Carophyll pink) mevcut olan karotenoidlerin HPLC de geçiş zamanı Figure 3.5. Retention time of carotenoids in Astaxanthin (Carophyll pink) in HPLC system (CD-ROM: Salmonid Pigmentation Guide, DSM Nutritional Products Ltd, Basel, Switzzerland.) TARTIŞMA VE SONUÇ Ülkemizde yetiriciliği en fazla yapılan Gökkuşağı alabalığının pazara sunulmadan önce yemlerine katılan sentetik astaksantin ve kantaksantin karotenoidlerin tespiti üzerine yapılan inceleme, pigmentasyon miktarının saptanması için HPLC metodu uygulanarak yapılmıştır. Ülkemizde ve dünyada yapılan birçok çalışmada spektrofotometrik yöntem kullanılmaktadır. HPLC ve spektrofotometrik her iki yöntemde de karotenoidler balık etinden aynı çözücüler yardımıyla ekstrakte edilmekte ve çözücü olarak kullanılan maddenin maksimum dalga boyunda ölçülmesi gibi konularda yöntemler benzerlik göstermektedir. HPLC metodu daha hassasiyet gerektirmesi yani HPLC sistem ve kondisyonlarının stabil olması, kolonun karotenoid çalışmalarına uygun olarak 795
seçilmesi ve ekstrakte edilen maddenin uygun bir hareketli faz yardımı ile kolondan geçirilmesi bakımından spektrofotometrik yöntemden ayrılmaktadır. HPLC metodunun spektrofotometrik yöntemden ayrılan en önemli özelliği ise Şekil 3.3-5 dede görüldüğü üzere balık etinde mevcut olan astaksantin izomerleri veya diğer karotenoidleri tam olarak tespit etme imkanını sağlaması ve yeme ilave edilen karotenoid kaynağının etkisinin tam ve doğru olarak hesaplanabilmesine olanak sağlamasıdır. Bu metod ile astaksantinin izomerlerinden E (trans)-astaksantin, 9Z (cis)- astaksantin, 13Z (cis)-astaksantin yeme ilave edilen kaynaklarda (Şekil 3.1, Şekil 3.5) bulunmuştur. Ancak, hazırlanan balık eti örneklerinde E (trans)-astaksantin bulunmuştur. Balığın, Z izomerlerini vücutta E (trans)-izomerlerine dönüştürdüğü sonucuna varabiliriz. Karotenoid çalışmalarının ülkemizde yeni yeni başlanması özellikle HPLC çalışmalarının olmaması üretilen ürünün kalitesinin istenilen düzeyde olduğunun tespiti açısından, yeme ilave edilen karotenoid kaynağının balıktaki tutulma oranına olan etkisinin özellikle pigmentasyon açısından önemlidir. Spektrofotometrik yöntem ile yapılan çalışmalarda yemdeki karotenoid kaynağın tam olarak balıkta meydana getirdiği birikim tespit edilemediği için karotenoid kaynağı hakkında da doğru tahmin yapmamız güç olmaktadır. Pazara sunulacak balıkların özellikle et ve deri rengi belirli değerlere sahip olması tüketicinin aradığı kriterlerdir. Salmonid türü balıkların etinde 3-4 mg/kg karotenoid konsantrasyonunun yeterli olabileceğini ancak işleme ve depolama esnasında çeşitli karotenoid kayıpları olabilmektedir. Bu nedenle balık etinde istenen rengin sağlanabilmesi için karotenoid konsantrasyonunun en az 4 mg/kg ın üzerinde olması istenmektedir (Torrisen et al., 1989). Yemlere sentetik karotenoidlerin ilave edilmesinin yem maliyetini % 10 15 oranında artırdığı belirtilirken (Kamata and Simpson, 1992), Atlantik salmonu yemlerinde % 20 25 olduğunu ve toplam üretim maliyetinin ise yaklaşık % 10 unu oluşturduğu bildirilmiştir (Torrisen et al., 1995). Salmonid yetiştiriciliğinin hızla geliştiği ülkelerden olan Şili de Atlantik salmonunda yemdeki pigmentin ette tutulma oranının % 5 ten % 10 a artmasının yem maliyetini Şili de %12 azalttığını ve bunun da yıllık olarak 4 milyon Amerikan doları aşan oranda yem maliyetinde düşüş anlamına geldiği belirtilmiştir (Hardy and Castro, 1994). Bir başka araştırmada Salmon türlerinde yeme ilave edilen karotenoidin kasta tutulmanın %2-22 arasında değiştiğini bulmuşlardır (Torrisen et al., 1989; Storebakken and No, 1992). Karotenoidlerin su ürünleri yetiştiriciliği açısından yeni fonksiyonlarının ortaya çıkartılması, bu maddeye olan talebi gelecekte daha da artıracaktır. Gelişmiş ülkelerde tüketici talepleri ve başka sebeplerden dolayı bu konuda birçok çalışmalar yapılmış ve pigmentasyonda etkili olabilecek yeni doğal karotenoidlerin kullanılabilirliği araştırılarak yeni bir sektör oluşturacak şekilde sentetik maddelere alternatif bitkisel ve hayvansal kökenli doğal karotenoidlerin su ürünleri pazarındaki yerini almıştır. Su ürünleri yetiştiriciliğinde, yurtdışı kaynaklı olarak kullanılan sentetik karotenoidler oldukça yüksek bir fiyattan satılması döviz kaybına yol açmaktadır. Bu nedenle balıkların pigmentasyonunda özellikle alabalıklarda etkili olabilecek yeni karotenoid kaynakların, kırmızı biber unu ve ekstratı gibi maddelerin tutunma oranlarının ve miktarının tespiti için HPLC çalışmalarına ağırlık verilmelidir. Bunun sonucunda, dış pazarlara su ürünlerinin daha uygun fiyatlarla satılması suretiyle üretimin artması sağlanabilir. 796
KAYNAKLAR Anderson, S., 2000. Salmon color and consumer. I.I.F.E.T. 2000. 1-4. Anonim, 2006. Food and agricultura organization of the United nations, statistical. Data bases, Fisheries (http:// www.fao.org/fi/statist/ FISOFT/ FISH PLUS.asp) A0AC, 1995. Official methods of analysis of AOAC international, 15th edition. AOAC İnternational, Gaithhersburg, MD, USA. Baker, R.T.M., Pfeiffer, A. M., Schöner, F. J, Smith Lemmon, L., 2002. Pigmenting efficacy of astaxanthin and canthaxanthin in fresh-water reared Atlantic salmon, Salmo salar. Animal Feed Science and Technology, vol. 99 pp. 97-106. Bhosole, P., Gadre, R.V., 2001. Optimization of Carotenoid Production from Hyper-Producing Rhodotorula glutinis Mutant 32 by a Factorial Approach. Letters in Applied Microbiology, 33, 12-16s. Basf Colloquium. Determination of astaxanthin and canthaxanthin in fish homogeneta. pp.38-41. Bjerkeng, B., 2000. Carotenoid pigmentation of salmonid fishes recent progress. İn: Avances en nutricion acuicola V. Memorias del V simposium İnternacional de Nutricion Acuicola. 19-22 Noviembre, 2000. Merida, Yucatan. CD-ROM: Salmonid Pigmentation Guide, DSM Nutritional Products Ltd, Basel, Switzzerland. Choubert, G., 1985. Effects on starvation and feeding on canthaxanthin depletion in the muscle of rainbow trout (Salmo gairdneri, Rich.). Aquaculture, vol. 46, pp. 293-298. Girard, P., Falconnıer, B., Brıcout, J., Vladescu, B., 1994. β-carotene Producing Mutants of Phaffia rhodozyma, Appied Microbiol Biotechnology, 41(2), 183-191s. Hardy, R.W., and Castro, E.C., 1994. Characteristics of the Chilean salmonid feed industry. Aquaculture, vol. 124, no. 1-4, pp. 307-320. Kamata, T., and Simpson, K.L., 1992. A study of astaxanthin its application fort he pigmentation of salmonid fish. Kagoshima Pref. College, vol. 43, pp. 11-39. Torrissen, O. J., 1986. Pigmentation of salmonids-a comparison of astaxanthin and canthaxanthin as pigment sources for rainbow trout. Aquaculture, vol. 53, no. 3/4, pp. 271-278. Torrissen, O. J., Hardy, R. W. and Shearer, K. D., 1989. Pigmentation of salmonids carotenoid deposition and metabolism. Reviews in Aquatic Sciense, vol. l, Issue. 2, pp. 209-225. Torrissen, O. J., Christiansen, R., Struksnaes G. and Estermann, R., 1995. Astaxanthin deposition in the flesh of Atlantic salmon, Salmo salar L., in relation to dietary astaxanthin concentration and feeding period. Aquaculture Nutrition, vol. l, pp.77-84. Schiedt, K., Leuenberger, F. J., Vecchi, M. and Glinz, E., 1985. Absorbtion, retention and metabolic transformations of carotenoids in rainbow trout, salmon and chicken. Pure & Appl. Chem., vol. 57, no.5, pp. 685-692. Shahidi, F., Metusalach, Brown, J.A., 1998. Carotenoid pigments in seafoods and aquaculture. Crit. Rev. Food Sci. 38, 1-67. Sigurgisladottir, S., Torrissen, O., Lie, Ø., Thomassen, M., Hafsteinsson, H., 1997. Salmon quality: Methods to determine the quality parameters. Rev. Fish. Sci. 5, 223-252. Simpson, K.L., Nakayama, T.O.M., Chıchester, C.O., 1964. Biosynthesis of Yeast Carotenoids. Journal of Bacteriology, 88(6), 1688-1694s. Storebakken, T. and No, H. K., 1992. Pigmentation of rainbow trout. Aquaculture, vol. 100, no. 1-3, pp. 209-229. 797