KÜFLERDEN KATI FAZ FERMANTASYON YÖNTEMİ İLE LİPAZ ÜRETİMİ. YÜKSEK LİSANS TEZİ Kimya Müh. Dilber Selin KARAKOÇ. Anabilim Dalı : GIDA MÜHENDİSLİĞİ

İSTANBUL TEKNİK ÜNİVERSİTESİ FEN BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ KÜFLERDEN KATI FAZ FERMANTASYON YÖNTEMİ İLE LİPAZ ÜRETİMİ YÜKSEK LİSANS TEZİ Kimya Müh. Dilber Selin KARAKOÇ Anabilim Dalı : GIDA MÜHENDİSLİĞİ Programı : GIDA MÜHENDİSLİĞİ ŞUBAT 2006

İSTANBUL TEKNİK ÜNİVERSİTESİ FEN BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ KÜFLERDEN KATI FAZ FERMANTASYON YÖNTEMİ İLE LİPAZ ELDESİ YÜKSEK LİSANS TEZİ Kimya Müh. Dilber Selin KARAKOÇ (506021410) Tezin Enstitüye Verildiği Tarih : 22 Aralık 2005 Tezin Savunulduğu Tarih : 01 Şubat 2006 Tez Danışmanı : Diğer Jüri Üyeleri Prof. Dr. Necla ARAN Prof.Dr. Güldem ÜSTÜN Prof.Dr. Artemis KARAALİ Prof.Dr. Ayşe AKSOY Doç.Dr. Yüksel GÜVENİLİR Şubat 2006 17

İÇİNDEKİLER KISALTMALAR TABLO LİSTESİ ŞEKİL LİSTESİ ÖZET SUMMARY vi vii ix x xi 1. GİRİŞ ve AMAÇ 1 2. LİTERATÜR ÖZETİ 3 2.1. Lipaz Enzimi 3 2.2. Ticari Enzim Üretimi 4 2.3. Mikrobiyal Lipaz Enziminin Yapısı 5 2.4. Mikrobiyal Lipaz Enziminin Seçiciliği 7 2.5. Mikrobiyal Lipaz Enzimi Üretimi 9 2.5.1. Katı Faz Fermantasyon Yöntemi 9 2.5.1.1. Pirinç Kepeği 11 2.5.1.1.1. Pirinç Kepeği Üretimi 12 2.5.1.2. Buğday Kepeği 14 2.5.1.3. Ayçiçeği Tohumu 15 2.5.1.3.1. Ayçiçeği Tohumu Üretimi 15 2.5.1.4. Ayçiçeği Tohumu Küspesi 16 3. MATERYAL VE METOT 18 3.1. Materyaller 18 3.1.1. Küf Kültürleri 18 3.1.2. Substratlar ve Kimyasal Maddeler 18 3.2. Metotlar 19 3.2.1. Mikrobiyolojik Analizler 19 3.2.1.1. Küflerin İzolasyonu 19 3.2.1.2. Küflerin İdentifikasyonunda Kullanılan Besiyerlerinin Bileşimleri 20 iii

3.2.2. Lipaz Enzimi Üretiminde Kullanılan Substratların Temel Bileşen Analizleri 22 3.2.2.1. Protein Tayini 22 3.2.2.2. Yağ Tayini 22 3.2.2.3. Nem Tayini 22 3.2.2.4. Kül Tayini 23 3.2.2.5. Karbonhidrat Tayini 23 3.2.2.6. ph Ölçümleri 23 3.2.3. İnokulüm Hazırlanması 23 3.2.4. Katı Faz Fermentasyon Besi Ortamının Hazırlanması 23 3.2.5. İnokülasyon 24 3.2.6. Lipaz Enziminin Ekstraksiyonu 24 3.2.7.Amonyum Sülfat ile Çöktürme Yoluyla Lipaz Enziminin Kısmi Saflaştırılması 25 3.2.8. Lipaz Aktivite Tayini 25 3.2.9. Farklı Azot Kaynaklarının Lipaz Enzimi Aktivitesi Üzerine Etkileri 26 3.2.10. Lipaz Enziminin Karakterizasyonu 27 3.2.10.1. Optimum ph Tayini 27 3.2.10.2 Optimum Sıcaklık Tayini 27 3.2.10.3. Hidroliz ve Esterifikasyon Aktiviteleri 28 3.2.11. İstatistiksel Analiz 30 4. BULGULAR VE TARTIŞMA 31 4.1. Kullanılan Substratların Bileşimi 31 4.2. Substrat Numunelerinden İzole Edilen Küf Kültürleri 31 4.3. Küf Kültürlerinin Lipaz Aktivite Tayinleri 32 4.4. Farklı Azot Kaynakları İlavesinin Lipaz Enzimi Aktivitesi Üzerine Etkileri 35 4.4.1. Ayçiçeği Tohumu Küspesinde Lipaz Aktivite Değerleri 36 iv

4.4.2. Pirinç Kepeğinde Lipaz Aktivite Değerleri 37 4.5. Rhizopus spp. Lipaz Enziminin Optimum ph ve Sıcaklığının Saptanması 39 4.6. Lipaz Tozu Eldesi İçin Optimum Amonyum Sülfat Doygunluk Derecesinin Saptanması 42 4.7. Rhizopus spp. Lipaz Enziminin Hidroliz ve Esterleşme Aktivitelerinin Saptanması 43 5. SONUÇLAR VE TARTIŞMA 46 KAYNAKLAR 48 EKLER 52 ÖZGEÇMİŞ 57 v

KISALTMALAR TAG DAG MAG EPA DHA MEA DRBC CYA G25N YA : Triaçilgliserol : Diaçilgliserol : Monoaçilgliserol : Eikosapentanoik : Dokasoheksanoik : Malt Ekstrakt Agar : Dichloran Rose Bengal Chloramphenicol Agar : Czapek Yeast Ekstrakt Agar : %25 lik Glycerol Nitrate Agar : Yağ asidi vi

1.GİRİŞ VE AMAÇ Enzimlerin biyoteknolojik uygulamalarının, gelişen teknolojiye, artan kullanım alanları ve miktarlarına paralel olarak artması ile birlikte, dünya genelindeki enzim üretimi son yıllarda hızla artış göstermiş ve enzim üretim sektörü gelişmeye açık büyük bir pazar haline gelmiştir. Dünya genelinde üretilen enzimlerin üretimdeki paylarına bakıldığında, endüstride en çok kullanılan türlerin proteaz, amilaz, amidaz, esteraz ve lipaz olduğu gözlemlenmektedir (Pandey ve diğ. 1999). Lipaz (triaçilgliserolaçilhidrolaz, E.C.3.1.1.3) son yıllarda gelişen biyoteknolojik uygulamalarda kullanılan anahtar enzim olarak önem kazanmaya başlamıştır. Lipazın önemi çok yönlü kullanım özelliğine sahip olmasından ileri gelmektedir. Lipaz enzimleri, sulu ortamlarda yağların hidrolizini gerçekleştirdiği gibi, anhidrik koşullarda mono, di ve trigliserollerin oluşumunu, yağların esterleşme ve ester değiştirme reaksiyonlarını da etkin bir şekilde katalizlemektedir. Farklı spesifik özelliklere sahip endüstriyel lipaz enzimleri, yağ ve margarin sanayi dışında, deterjan gibi çeşitli kimya sanayinde, gıda sanayinde ve tıp alanındaki biyoteknolojik uygulamalarda yaygın olarak kullanılmaktadır (Akoh ve Min, 1998). Günümüzde azalan doğal kaynaklar nedeniyle mikroorganizmalar çok çeşitli üretimler için potansiyel olarak görülmekte ve bu konuda yoğun çalışmalar yapılmaktadır. Endüstriyel üretimde mikrobiyal kaynaklı enzimlerin ekonomik oluşları, mevsimsel ve potansiyel kısıtlamalara bağlı kalmayışları açısından avantajları uzun zamandır savunulmaktadır. Amilaz, proteaz, invertaz, glikoz oksidaz, glikoz izomeraz, pektinaz, renin, lipaz ve laktazı da içeren çok sayıda enzim mikroorganizmalar tarafından üretilebilmektedir. Rhizopus, Aspergillus, Endothia, Bacillus, Mucor, Candida, Micrococcus, Morteirello, Streptomyces, Actinoplanesve Kluyveromyces enzim üretiminde en yaygın kullanılan mikroorganizmalar arasında yer almaktadır. Mikroorganizmalardan elde edilen lipaz enziminin endüstriyel ölçekteki uygulamaları ve 1

bu alanda yapılan bilimsel çalışmalar son yıllarda bilim dünyasında büyük önem arzetmektedir (Pandey ve diğ. 1999). Mikroorganizmalar arasında ise küfler en yüksek katalitik potansiyele ve stabiliteye sahip olan lipaz üreticileridirler. Ticari olarak lipaz elde edilen başlıca küfler; Rhizopus arrhizus, Rhizopus japonicus, Mucor miehei, Aspergillus niger, Rhizopus niveus, Candida rugosa, Aspergillus terreus ve Penicllium spp. olarak sıralanabilmektedir (Ellaiah ve diğ. 2001). Mikrobiyal kaynaklardan lipaz üretiminde kullanılan fermantasyon yöntemleri; geleneksel daldırma yöntemi ve son yıllarda üzerinde çok fazla araştırma yapılan katı faz fermantasyon tekniğinden oluşmaktadır. Katı faz fermantasyonu mikrobiyal gelişim için yeterli derecede neme ve besin öğelerine sahip katı ortam üzerinde gerçekleşen fermantasyon prosesidir. Bu fermantasyon yönteminde, buğday kepeği, pirinç kepeği, ayçiçeği tohumu küspesi, mısır koçanı, soya küspesi, fıstık küspesi, şeker pancarı pulpu gibi çeşitli tarımsal atık ve yan ürünlerin hammadde olarak kullanılmasının yanısıra çeşitli enzim, mantar, fermente gıda ve hayvan yemleri de üretilebilmektedir (Pandey, 2003). Bu çalışmada, pirinç kepeği, buğday kepeği, ayçiçeği tohumu ve ayçiçeği tohumu küspesi gibi çeşitli tarımsal atık ve yan ürünlerden izole edilen küflerin lipaz aktiviteleri, farklı azot kaynaklarının enzim verimi üzerine etkileri, mikrobiyal lipaz enziminin optimum ph ve optimum sıcaklık değerleri ve bu değerlerdeki lipaz aktivitelerinin belirlenmesi amaçlanmıştır. Ayrıca %60 doygunluk konsantrasyonunda amonyum sülfat ile çöktürme yöntemi kullanılarak kısmen saflaştırılan enzimin hidroliz ve esterleşme özellikleri araştırılmıştır. 2

2. LİTERATÜR ÖZETİ 2.1. Lipaz Enzimi Lipolitik enzimler, TAG (Triaçilgliserol) açilhidrolaz (E.C. 3.1.1.3.) ve Fosfogliserit açil hidrolaz olan fosfolipaz A1 (3.1.1.3.2.) ve A2 (3.1.1.4.) olmak üzere iki başlık altında toplanmaktadır. TAG lipazlar hayvan, bitki ve mikroorganizmalardan elde edilebilmektedir. Hayvansal lipazlar pankreatik, gastrik, bağırsak lipazları ile sütte bulunan lipazları kapsamaktadır. Mikrobiyal lipazlar ise son zamanlarda endüstriyel uygulamalarda yer alarak gitikçe önem kazanmaktadır. Lipazlar serin hidrolaz grubuna ait enzimler içerisinde yer alıp, esterazlardan farklı bir sınıfa dahildirler. Özellikle su-yağ fazı arasındaki iç yüzeyde substrata karşı katalitik etki göstererek, TAG leri, DAG (Diaçilgliserol) lere, MAG (Monoaçilgliserol) lere, gliserol ve serbest yağ asitlerine hidrolize etmektedirler. Su ile karışmayan organik çözücülerde ise lipid substratlarının esterifikasyon ve transesterifikasyon reaksiyonlarını katalizlemektedirler. Esterazlar, suda çözünebilen substratları hidrolizlerken, lipazlar yağ-su arayüzünde suda çözünmeyen esterleri de spesifik olarak katalizleme özelliğine sahiptirler. Ayrıca suda çözünmez lipid substratlarına karşı daha yüksek bir enzim aktivitesi göstermektedirler (Wong, 1995). Temel substratlarının TAG olmasına rağmen çok geniş bir substrat aralığına sahip olduklarından bazı düşük ve yüksek molekül ağırlığına sahip esterleri, thiol esterleri, poliol/poliasit esterleri de katalizlemektedirler (Erdoğan, 2002). TAG lipaz enzimleri, koenzime gerek duymadan ve organik çözgenlerin yüksek sıcaklıklarda kullanılması durumunda ortamda stabil kalabildiklerinden organik sentezlerde oldukça fazla kullanılmaktadırlar. TAG modifikasyonu durumunda ise sulu ortamda hidrolaz reaksiyonunu, organik ortamda esterifikasyon ve transesterifikasyon reaksiyonlarını katalizleme özelliğine sahiptirler (Şahin ve diğ. 2003). Ortamda bulunan serbest yağ asitleri lipaz aktivitesini inhibe etmektedir. Bunlardan suda çözünürlüğü az olan uzun zincirli yağ asitlerinin ve ayrıca yüzey-aktif maddeler olan MAG ile DAG lerin de su-yağ arayüzünde birikmeleri lipaz aktivitesini azaltan bir diğer etkendir (Şahin ve diğ. 2003). 3

2.2. Ticari Enzim Üretimi Ticari enzim üretiminin başlangıcı 1890 ların başlarına kadar uzanmaktadır. Lipazlar üzerinde çalışılan en eski enzim grubudur. Literatürde, 1846 yılında ilk defa pankreasta lipaz aktivitesi ve 1871 de bitkisel tohumlarda lipaz varlığının kanıtlandığı belirtilmektedir (Fogarty ve Kelly, 1990). Takamine (1984) Aspergillus oryzae küfünün buğday kepeğinde katı faz fermantasyonu ile Takadiastase enzimi üretimini gerçekleştirmiş ve patent altına almıştır. İlk ticari enzim üretimi Boidin ve Effront (1917) tarafından Bacillius bakterisi kullanılarak amilaz enzimi üretimi gerçekleştirilmiş ve patenti alınmıştır. Enzim üretiminde 1940 ve 1950 yılları boyunca artış gözlenmiş ve amilaz, katalaz, selülaz, glukoz oksidaz, invertaz, laktaz, lipaz, pektinaz ve proteaz enzimleri ticari olarak üretilmiştir. Ticari enzim üretiminin, proses tekniklerindeki ilerlemeler, kimya mühendisliği ve gıda işleme endüstrisinde enzim uygulamalarının daha sıklıkla yer alması sayesinde önümüzdeki yıllarda da gelişmeye devam edeceği belirtilmektedir (Whitehurst ve Law, 2002). Mikrobiyal lipaz üretiminde, 1988 yılında deterjan üretiminde kullanılan Lipolase adlı ticari lipaz, Aspergillus oryzae küfünden elde edilerek piyasaya sunulmuştur (Fogarty ve Kelly, 1990). Lipazlar bitki ve hayvanların çeşitli dokularından (fare pankreası, sığır pankreası, süt), küf, maya ve bakteri gibi mikroorganizmaların kullanıldığı fermantasyon prosesleri sayesinde üretilebilmektedir. Mikroorganizma kaynaklı lipazlar kolay, ekonomik ve ayrıca sanayi boyutlarında kullanılabilecek miktarlarda elde edilebilmektedirler. Bu nedenlerle bitkisel ve hayvansal enzimlere göre daha çok tercih edilmektedirler (Erdoğan, 2002). Endüstriyel enzim üretiminin ekonomik boyutu 1998 yılı itibariyle 600 milyon dolar civarındadır. Novo Nordisk (Almanya) firması %50 pazar payı ile ticari enzim sektöründe dünyada birinci sırada yer almaktadır (Akoh ve Min, 1998). Tablo 2.1. de ticari lipazlar ve üretildikleri kaynaklar görülmektedir. 4

Tablo 2.1: Ticari Lipazlar ve Üretilen Başlıca Kuruluşlar (Borgström ve Brockman, 1984; Fogarty ve Kelly, 1990). Kaynaklar Kullanım Adı Firma Aspergillus niger Lipase AİE Amano Rhizopus japonicus Lipase Saiken Osaka Saiken Rhizopus arrhizus Lipase 80000 Gist Brocades Rhizopus delemar - Shekiagu-kogyo Mucor miehei Lipozyme Novo Nordisk Candida cylindracea Lipase OF 360 Meito Sangyo Pseudomonas spp. Lipase LP1 Amano Chracterium viscosum Lipase T-01 Toyo Jozo Mikrobiyal lipazlar endüstride çok çeşitli uygulama alanlarına sahiptir. Lipaz teknolojisindeki son gelişmeler lipazların sanayide daha etkin kullanımına ait beklentiyi güçlü kılmaktadır. Lipazlar; süt yağının hidrolizi, peynir olgunlaştırılması, tereyağının modifikasyonu, fırıncılık ürünlerinin lezzet gelişimi ve raf ömrünün uzatılması, alkollü içeceklerde aroma geliştirilmesi ve fermantasyonun yağlardan arındırılarak hızlandırılması, mandracılıkta lipid hidrolizi ile yumurta kalitesinin arttırılması, deterjan sanayinde yağların alkali koşullarda hidrolizi, kozmetik alanında lipidlerin uzaklaştırılması, deri sanayinde hayvan derisinden yağların uzaklaştırılması ve kağıt sanayinde önemli problemlerden biri olan zift oluşumunu önleyici olmak üzere birçok alanda kullanılmaktadır (Palma ve diğ. 2000; Fogarty ve Kelly, 1990; Borgström ve Brockman, 1984). 2.3. Mikrobiyal Lipaz Enziminin Yapısı Staphylococcus hyicus, Pseudomonas fragi, Staphylococcus aureus, Geotrichum candidum, Rhizomucor miehei ve Candida antarctica gibi değişik türdeki çeşitli mikrobiyal lipazın genleri izole edilip, karakterize edilerek ve birincil yapıları uygun gelen nükleotid düzeninden çıkarılmıştır (Wong, 1995). Lipazlar, birbirlerine peptid bağları ile bağlanmış amino asitleri içeren çok büyük, kompleks protein molekülleridir. 20 ana amino asitten oluşmaktadırlar. Polipeptid zincirindeki amino asitlerin sayısı 100 ila birkaç bin arasında değişmektedir. Lipazlar elde edildikleri kaynağa bağlı olarak 20000 200000 aralığında molekül ağırlığı, ph 4-9 aralığında ve 70 C ye kadar olan 5

sıcaklıklarda aktivitelerini koruyabilen enzimlerdir (Erdoğan, 2002). Tablo 2.2 de değişik küflerden elde edilen mikrobiyal lipazların moleküler özellikleri verilmiştir. Tablo 2.2: Farklı Küf Lipazlarının Moleküler Özellikleri (Borgström ve Brockman, 1984). Lipaz Kaynağı Aspergillus niger Geotrichum candidum Humicola lanuginosa Moleküler ağırlık 38 000 54 000 27 500 Penicillium cyclopium A-Lipaz 27 000 B-Lipaz 36 000 Rhizopus delemar A-Lipaz 44 000 İzoelektrik nokta 4,3 4,3-4,9 4,1 7,3 8,2 B-Lipaz 45 000 Optimum ph 5,6 6,3 8,0 7,5 5,8 5,6 5,6 Optimum sıcaklık 25 C 40 C 60 C 35 C 40 C 35 C 35 C ph kararlılığı Sıcaklık kararlılığı 2,2-6,8 (30 C/24saat) 50 C (ph 5,6/ 15 dak.) 4,2-9,8 (30 C/24saat) 55 C (ph 5,6/ 15 dak.) 6-10 (45 C/1saat) 60 C (ph 8/ 20 dak.) 6,5-9,0 (30 C/ 17 saat) 4,0-6,5 (30 C/17 saat) 30 C (ph 6.0/15 dak.) 3-8 (30 C/24 saat) 65 C (ph5.6/ 15 dak.) 4-7 (30 C/24 saat) Getrichum candidum küfü (Şekil 2.1) değişik izoformlarda (lipaz I ve II) ekstraselüler lipaz meydana getirmektedir. Bu iki lipaz izoformun genleri kodlanarak izole edilmiştir. 554 aminoasit kalıntısından oluşan Lipaz I in molekül ağırlığı 59085 dir. Beş adet Cys ile %7 karbonhidrat (çoğunlukla mannoz) içermektedir. Lipaz II ise, 544 aminoasit kalıntısından oluşmuş, 59550 moleküler ağırlığına ve dört adet Cys ile %6,6 karbonhidrat içermektedir. Bu iki izozimde %84 oranında benzerlik göstermektedir (Wong, 1995). 45 C (ph5,6/ 15 dak.) Şekil 2.1: Geotrichum Candidum Mikrobiyal Lipazının Stereo Görüntüsü (Wong, 1995). Geotrichum candidum dan elde edilen lipaz I in aktif kısmı, iki paralel α helis kapağıyla gizlenmiş His463-Ser217-Glu354 katalitik üçlüsünden meydana gelmektedir. Hidrofobik özelliği yüksek olan bu helis yapıların açılmasıyla oluşan biçimsel 6

değişiklikler substratın katalitik kısımlara geçmesini sağlamaktadır. Bu lipaza %45 oranında benzerlik gösteren Candida cylindracea lipazında ise, Asp yine, Glu ile birlikte katalitik üçlüde yer almaktadır. Rhizomucor miehei lipazı da A ve B olmak üzere iki izoforma sahiptir. His 257, Ser144 ve Asp203 aminoasit kalıntılarının birlikte oluşturduğu katalitik üçlüsü nü içeren tek bir etkin alana sahiptir. Candida antarctica dan elde edilen B lipazı da yapısal olarak benzer özellikler göstermektedir: merkezde yer alan α/β büklümü, aktif katalitik üçlüsü kısmı ve sarmal kapak hareketi. Pseudomonas glumae den elde edilen bakteriyal lipaz ile Candida rugosa lipazının üç etkin alanlı yapıya sahip olduğu belirtilmiştir (Wong, 1995). 2.4. Mikrobiyal Lipaz Enziminin Seçiciliği Lipaz aktivitesi ve seçiciliği lipazın tanımlanması için gerekli özelliklerdir. Lipazlar, yağ asitlerinin özelliklerine ve konumlarına göre TAG ları sentezler veya hidrolizler. Sulu ortamlarda hidroliz baskın reaksiyon olup, TAG gliserol ve yağ asidlerine hidrolizlenirken; organik ortamlarda mevcut suyun miktarı sınırlandığından reaksiyon TAG sentezlemek için ters dönebilir. Transesterifikasyon gibi yağların esterleşme ve ester değiştirme reaksiyonlarını etkin bir şekilde katalizler veya organik reaksiyonlar oluşabilir. İşte tüm bu reaksiyonlar mikrobiyal kaynaklardan elde edilen lipazların seçiciliği ile gerçekleşmektedir. Lipaz enzimi üç ayrı şekilde seçicilik gösterir (Şahin, ve diğ. 2003; Can, 2004; Borgström, ve Brockman, 1984). i. Substrat seçiciliği: Lipazlar, özel yağ asitlerine ve uzun, kısa veya orta zincir uzunluğundaki yağ asitlerine karşı spesifiktir. Örnek: Geotrichum candidum lipazı C-9 veya cis-9,12 ikili bağlara sahip uzun zincirli yağ asidine özgü seçicilik gösterirken, Aspergillus niger ve Aspergillus delemar lipazı hem orta hem de kısa zincirli yağ asitlerine karşı spesifiktir. Lipazlar sahip oldukları bu yağ asitleri seçiciliği sayesinde kısa zincirli yağ asitlerinin süt aroması olarak kullanılmak üzere üretiminde ve gıdaların uzun zincirli çoklu doymamış EPA (Eikosapentanoik Asit, 20:5) ve/veya DHA (Dokasoheksanoik Asit 22:6) gibi yağ asitlerince zenginleştirilmesinde kullanılabilmektedirler. 7

ii. Pozisyon seçiciliği: Bu gruptaki lipazların, sterik engeli nedeniyle sn-2 pozisyonundaki yağ asidinin aktif bölgeye girmesi engellenmektedir. Sadece sn-1,3 pozisyonunda yer alan dıştaki ester bağlarını parçalarlar (Şekil 2.2). Bu sn-1,3 spesifik lipazların varlığında gerçekleşen interesterifikasyon tepkimesi sonucunda ortamda TAG, 1,2 ve 2,3 DAG ve serbest yağ asitlerini içeren karışım oluşmaktadır. Aspergillus niger, Rhizopus delemar, Rhizopus arrhizus, Rhizopus oryzae, Rhizomucor miehei, Mucor javanicus gibi mikroorganizmalardan elde edilen lipazlar, sn-1,3 spesifik lipazlara örnek olarak verilmektedir. Bu gruptaki lipazlar, yağların enzimatik interesterifikasyon işleminde kullanılarak besinsel açıdan zenginleştirilmesini sağlamaktadırlar. Besin açısından değerli olan yağ asidi sn-2 pozisyonunda tutulur ve, 1 ve 3 pozisyonlarındaki yağ asitlerinin kompozisyonları istenen şekilde değiştirilerek spesifik TAG yapısı elde edilebilmektedir. Şekil 2.2: 1,3-spesifik Lipaz Enzimi Varlığında Gerçekleşen Transesterifikasyon Reaksiyonu (Can, 2004). iii. Stereospesifiklik: Lipaz enziminin rasemik karışımlarda bulunan molekül formülleri birbirine eşit, ancak atomların üç boyutlu yerleşimi birbirlerinin ayna aksi olan izomerlerden birine ilgi göstermesi ve onunla reaksiyona girebilmesidir. TAG ların sn-1 ve sn-3 pozisyonlarındaki bu sterik farkından dolayı çok az lipaz buradaki esterleri ayırt edebilme özelliğine sahiptir. Bu tip lipazların katalizlediği reaksiyonlarda 1 ve 3 pozisyonları farklı hızlarda hidrolizlenir. Candida rugosa, Chromabacterium viscosum, Staphylococcus aureus gibi mikroorganizmaların yer aldığı bu grupta, Pseudomonas belirli açil gruplarını hidrolizleyerek stereospesifiklik gösterir. Son yıllarda, rasemik karışımların kullanıldığı ilaç sanayinde lipaz enzimlerinin stereospesifikliği büyük gelişmelere olanak sağlamıştır. Stereoizomerlerin ayrılması veya sentezlenmesinde lipaz enzimlerinin kullanılabilmesi, lipazların stereospesifik olarak üretilmesi yolundaki çalışmaların hızlanmasına yol açmıştır. 8

2.5. Mikrobiyal Lipaz Enzimi Üretimi Endüstriyel olarak üretilen lipaz enziminin büyük bir kısmı mikrobiyal fermantasyon prosesi kullanılarak üretilmektedir. Enzim üretiminde ilk aşama belli bir enzim tipini üretebilecek en uygun mikroorganizmayı seçmektir. Kültür ortamı, mikroorganizmaların gereksinim duyduğu temel besin maddelerini ve istenen enzimin sentezi için gerekli indükleyici maddeleri içermelidir. Fermantasyon, ph, sıcaklık, çözünmüş oksijen gibi kontrollü çevre koşullarında mümkün olan en fazla miktarda enzim üretimini sağlayan bir yöntemdir. Lipaz enzimleri genellikle hücrelerden kültür ortamına geçebilen ekstraselüler enzimler olduğundan, fermantasyon sonunda, hücrelerden filtrasyon veya santrifüjlemeyle ayrılabilirler. Mikroorganizma gelişiminin ve enzim üretiminin en fazla gerçekleşeceği fermantasyon yöntemleri daldırma ve katı faz fermantasyon yöntemleri olmak üzere ikiye ayrılmaktadır. Mikrobiyal lipaz üretiminin katı faz fermantasyon yöntemi ile küflerden eldesine yönelik çalışmalar son yıllarda büyük bir artış göstermiştir (Demain ve Davies, 1999). 2.5.1. Katı Faz Fermantasyon Yöntemi Katı faz fermantasyonu, mikrobiyal gelişim için yeterli derecede neme ve besin öğelerine sahip olan katı madde üzerinde gerçekleşen fermantasyon prosesidir (Pandey, 2003). Sterilize olmuş katı faz üzerine mikroorganizma inokülasyonu ile fermantasyon başlar ve kültürün katı substrat da gelişimi ile enzim üretimi gerçekleşir. Buğday kepeği, pirinç kepeği, ayçiçeği tohumu küspesi, mısır koçanı, soya küspesi, fıstık küspesi, şeker pancarı küspesi gibi çeşitli zirai atık substrat olarak kullanılabilmektedir. Substrat kimyasal veya ısısal işlemle sterilize edildikten sonra mikroorganizma inokülasyonu ile steril odalarda bulunan sıcaklık, rutubet gibi faktörlerin kontrol edildiği reaktör tavalarında fermantasyon gerçekleştirilmektedir. Spesifik olarak seçilmiş olan katı substratın üzerinde veya etrafında 5 ila 12 gün boyunca mikrobiyal gelişme ve ürün oluşumu gözlemlenir. Bu proses sonunda, katı substratları içeren reaktör tavaları mikrobiyal biyomas ile tamamen kaplı hale gelmektedir. Tavaların üzerindeki bu kütle geniş ekstraksiyon kaplarına aktarılır. İstenmeyen katı partiküller suyla yıkama aşamasında giderilir. Lipaz ekstraktları, daha sonra ekstraksiyon sıvısına geçen mono ve oligosakkaritlerden, nükleotidlerden, serbest amino asitlerden vb. çözeltide kalan diğer 9

maddelerden çöktürülerek kurtarılmaktadır. Proteinlerin çöktürülmesi, ortamın ph ı ve ortamdaki organik ve tuz konsantrasyonlarının değiştirilmesiyle sağlanmaktadır. Örneğin, ph, enzimin izoelektrik noktasına ayarlanabilir (izoelektrik çöktürme); solvent ilavesi ile ortamın dielektrik sabiti değiştirilerek çöktürme (aseton ile çöktürme) yaptırılabilir veya yüksek bir tuz konsantrasyonunda proteinlerin sudaki çözünürlüğü azaltılarak çökmesi (amonyum sülfatla fraksiyonlama) sağlanabilir. Lipaz enzimleri, çöktürme yoluyla ön saflaştırma işleminin sonrasında, istenildiği ileri derecede saflaştırılabilmektedir. İleri saflaştırma yöntemleri olarak, elektroforez, değişim kromatografisi, jel filtrasyonu ve afinite kromatografisi yöntemlerinin biri veya birkaçı kullanılabilmektedir. Genellikle enzimlerin tam bir karakterizasyonu istendiği koşullarda bu işlemler uygulanmaktadır (Whitehurst ve Law, 2002; Demain ve Davies, 1999). Katı faz fermantasyon yöntemi kullanılarak lipaz enziminin üretilmesine uygun olan mikroorganizmalar; Candida, Aspergillus, Rhizopus, Neurospora, Penicillium ve Mucor dur. Ortam su aktivitesinin daha düşük olması nedeniyle bakteriyel kontaminasyon kontrol altına alınabilmektedir (Pandey ve diğ. 2000). Katı faz fermantasyonunda substrat seçimi de önemli olan bir diğer faktördür. Seçilen substrat mikroorganizmanın gelişimini sağlayabilecek tüm besin maddelerini yeteri miktarda sağlamalı ve ayrıca onun için kolay gelişme ortamı yaratmalıdır. Ayrıca, düşük maliyetli, kolay temin edilebilen maddelerin substrat olarak seçilmesi gerekir. Substrat mikroorganizma gelişimi için besin açısından yetersiz ise inokülasyon öncesi, substrata çeşitli azot ve karbonhidrat kaynakları ile zenginleştirme işlemi gibi kimyasal veya mekanik çeşitli uygulamalar yapılabilmektedir. Fermantasyon proseslerinde bazı maddeler ürün sentezini teşvik etmektedir. Elibol ve Özer (2000), immobilize Rhizopus arrhizus ile yaptığı daldırma yöntemiyle lipaz üretimi çalışmasında indükleyici varlığının lipaz üretimine etkisini incelemiş ve mısır yağı varlığında lipaz aktivitesinin 2,5 kat daha fazla olduğunu belirtmektedir. Aynı şekilde Valero ve diğ. (1988), zeytinyağın maya üretimini teşvik ederek lipaz aktivitesini arttırdığını belirtmektedir. Fadıloğlu ve Erkmen (1999), zeytinyağı, çay yağı ve oleik asit gibi substrat benzeri bileşenlerinin lipaz aktivitesini arttırdığını belirtmektedir. Ellaiah ve diğ. (2001), farklı zeytinyağı konsantrasyonlarının Aspergillus niger küfünden 10

elde edilen lipaz üretimine etkisini inceleyerek, maksimum lipaz üretiminin (4290 U/L) %1 oranındaki zeytinyağı ilavesi ile elde edildiğini belirtmektedir. Bu sonuç zeytinyağının lipaz indükleyici olduğunu göstermektedir. Katı faz fermantasyonunda substrat olarak genellikle tarımsal atık ve yan ürünler kullanılmaktadır. Pirinç küspesi ve kepeği, buğday kepeği, yağlı tohum küspeleri, şeker kamışı ve pancarı küspesi, kahve tohumu küspesi bu amaçla kullanılan başlıca tarımsal atık ve/veya yan ürün arasında yer almaktadır (Pandey ve diğ. 2000). Kamini ve diğ. (1998), Aspergillus niger küfünden katı faz fermantasyonu ile değişik substratlardan lipaz üretimini inceleyerek buğday kepeğinden (214,3 U/g) en yüksek lipaz aktivitesinin elde edildiğini belirtmektedir. Mahadik ve diğ. (2002), Aspergillus niger NCIM küfünü çeşitli tarımsal atıklar üzerinde geliştirerek katı faz fermantasyon yöntemiyle lipaz üretimini gerçekleştirerek, bu doğal substratlar arasında enzim üretimini en fazla teşvik eden katı besiyerinin, buğday kepeği olduğunu belirtmektedir. ul_haq ve diğ. (2002), katı faz fermantasyon yöntemini kullanarak buğday kepeğinde 30 C sıcaklıkta, 48 saat boyunca, 10 farklı küf türünün inkübe edildiğini, bu mikroorganizmaların lipaz aktivitelerine göre incelenerek, en fazla lipaz aktivitesinin 30 U/g değeriyle, Rhizopus oligosporus küfü tarafından elde edildiğini belirtmektedir. Diğer küf türlerinin ise ancak 7 U/g seviyesinde lipaz aktivitesi gösterebildikleri ayrıca belirtilmektedir. 2.5.1.1. Pirinç Kepeği Pirinç tanesi, hasat edildiğinde ham pirinç veya çeltik olarak bilinir ve %18-20 si kavuzdur. Kavuz uzaklaştırıldıktan sonra tanenin görünür rengine bakılmaksızın esmer pirinç olarak adlandırılır. Pirinç kepeği ise esmer pirincin üst tabakası yani kavuzun hemen altındaki tabaka olup kabuk soyma (pealer) makinelerinin aşındırıcı etkisi ile uzaklaştırılmaktadır. Pirinç kepeği esas olarak perikarp, testa ve alöron ile toz haline gelmiş embriyo ve bir miktarda nişastalı endosperm den oluşmuştur (Saunders, 1990). Ancak uygulanan parlatma derecesine bağlı olarak bir miktar nişastalı endosperm de öğütülerek kepeğe 11

karışmaktadır. Çeltiğin çeşidine, öğütme derecesine ve öğütülmüş pirincin derecesine bağlı olarak çeltiğin ağırlığının %8-10 u miktarında pirinç kepeği elde edilmektedir. Pirinç tanesinin alöron tabakası ile hemen bunun altında depolamış olan yağlar, cilalama işlemi ile tamamen pirinç kepeğine geçtiğinden pirinç kepeği, ortalama %20 yağ içeriği ile soya ve pamuk tohumu gibi yağ içeren bitkisel bir yağ hammaddesi durumundadır (Sayre, 1988). Tablo 2.3 de Pirinç kepeğinin ortalama bileşen miktarları % olarak verilmektedir. Tablo 2.3: Pirinç Kepeğinin Bileşimi (Carroll, 1990). Bileşen Bileşim (%) Nem 8-12 Protein 12-16 Yağ 16-22 Ham elyaf 8-12 Kül 7-10 Pirinç kepeği Tablo 2.3. de görüldüğü gibi besleyici değeri yüksek olan bir maddedir. Proteini ve yağı dışında içerdiği doğal vitaminlerden, vitamin B kompleksi ve vitamin E yönünden de oldukça zengindir. Bu nedenle son yıllara kadar hayvan yemi olarak kullanılmaktadır. Bunun dışında pirinç tarımının yaygın bir şekilde yapıldığı diğer ülkelerde örneğin Japonya, Hindistan, Burma ve Amerika da endüstriyel yağ hammaddesi olarak değerlendirilmektedir (Carroll, 1990; Saunders, 1985). Venkata ve diğ. (1993), mikroorganizma olarak Candida rugosa nın kullanıldığı pirinç kepeği substratında gerçekleşen katı faz fermantasyonu prosesinde, 48 saatin sonunda maksimum lipaz aktivitesine (37 U/g) ulaşmaktadır. 2.5.1.1.1. Pirinç Kepeği Üretimi Çeltik, dünyanın her kıtasında yetiştirilmektedir. Çin, Hindistan, Endonezya, Bangladeş, Vietnam, Japonya ve Amerika çeltik üretiminde önemli ülkelerdir. Tablo 2.4 de Dünya da pirinç üreten belli başlı ülkelere ait ham pirinç, pirinç, pirinç kepeği ve yağı potansiyelleri gösterilmektedir. Dünya çeltik üretimi incelendiğinde, en büyük üretici ülke durumunda olan Çin Halk Cumhuriyeti, 1997 rakamlarıyla dünya çeltik üretiminin %37,5 ine sahip olup bu ülkeyi %21,6 lık bir payla Hindistan izlemektedir. 12

Tablo 2.4: 1997 Yılında Dünya da Üretilen Çeltik, Pirinç, Pirinç Kepeği ve Pirinç Kepeği Yağı Potansiyeli (Tüm değerler x 1000 ton) (FAO, 1997) Pirinç Kepeği Yağı Ülkeler Ham Pirinç (a) Pirinç (b) Pirinç Kepeği (c) Potansiyeli (d) Çin 202 701 134 999 10 780,0 1 617,0 Hindistan 125 263 83 425 6 674,0 1 001,1 Endonezya 49 253 32 802 2 624,0 393,6 Bangladeş 28 182 18 769 1 501,5 225,2 Vietnam 27 645 18 411 1 472,9 220,9 Tayland 22 431 14 939 1 195,1 179,3 Japonya 12 531 8 346 667,7 100,2 Filipinler 11 269 7 505 600,4 90,1 Brezilya 9 293 6 189 495,1 74,3 Dünya 579 575 385 997 30 789,8 4 632,0 a. FAO b. Çeltiğin 0,666 sı olarak tahmin edilen pirinç miktarı. c. Pirincin %8 i olarak hesaplanan pirinç kepeği. d. Kepeğin %15 i olarak hesaplanan pirinç kepeği yağı. Ülkemizdeki çeltik ekim alanı, üretim ve verim miktarları Tablo 2.5 de verilmiştir. Türkiye, çeltik tarımı için uygun bir ekolojiye sahip olmasına rağmen sulama olanaklarının yetersizliği, çeltik tarımının gelişmesini önemli ölçüde kısıtlamaktadır. Tablo 2.5: 1990-1996 Yılları Arası Çeltik Ekiliş, Üretim ve Verim Miktarları (Yücel, 1999) Yıllar Ekiliş Alanı (Hektar) Üretim (Ton) 1990 53 000 230 000 434 1991 40 000 200 000 495 1992 43 000 215 000 500 1993 45 000 225 000 500 1994 41 000 202 000 493 1995 52 051 269 123 517 1996 544 999 287 955 528 Verim (kg/da) Çeltik, ülkemizde toplam tahıl ekim alanı içinde ancak %0,31; üretimde ise %0,74 pay almaktadır. Çeltik tarımı 40 ilde yapılmakta, üretim özellikle Marmara ve Karadeniz bölgelerinde yoğunlaşmaktadır. Bu iki bölgemiz 1996 yılı rakamlarıyla Türkiye çeltik ekiliş ve üretiminin yaklaşık %91 ini oluşturmaktadır. Bu bölgelerde üretimi yapılan çeltiğin verimi dünya ortalamasının (335 kg/da) çok üzerindedir. Ülkemizde ortalama 13

çeltik verimi 528 kg/da dır. GAP projesinin devreye girmesi ile Türkiye çeltik üretiminin 1996 yılı rakamlarına göre 2 katına çıkması planlanmaktadır. GAP bölgesindeki çeltik ekim alanının 38 217 hektar olması öngörülmüştür. Üretim miktarının ise 141 838 ton pirinç olacağı tahmin edilmektedir. Bu da yaklaşık 230-240 bin ton çeltik demektir ki bu miktar şu anda Türkiye de üretilen çeltik miktarına eşittir. Türkiye de ortalama çeltik üretimi 180 000 ton/yıl olarak alındığında yılda yaklaşık 36 000 ton kabuk ve 12 600 ton pirinç kepeği elde edildiği belirtilmiştir (Yücel, 1999). 2.5.1.2. Buğday Kepeği Buğday tanesinin uzunlama kesiti incelendiğinde endosperm, kepek, ve germ (ruşeym) olmak üzere üç ana kısımdan oluştuğu görülmektedir. Kepek, tanenin yaklaşık %14,5 lik kısmını oluşturur. Çoğunlukla öğütme sırasında uzaklaştırılıp yem olarak kullanılmakla beraber tam dane unu (düz kırma) tüm kepeği içerir. Lisin buğdayda ve çoğu hububatta sınırlı temel aminoasittir. Protein miktarı tür, çeşit, çevre koşulları (iklim, toprak, hastalık ve zararlılar) ve üretim koşullarına (gübreleme, sulama, makinalı tarım) bağlı olarak %6-22 arasında değişmektedir. Buğday tanesinin lipit içeriği tipik olarak %2-4 arasında olup tane içinde düzenli bir dağılım göstermemektedir. Vitaminler buğday germi ve kepeğinde yüksek konsantrasyonlarda bulunurken, mineraller özellikle kepekte yoğunlaşmıştır. Madensel maddeler endospermde %0,3, kepekte %6-8 kadar olup dıştan içe doğru azalmaktadır. Ortalama %1,34-2,1 arasında değişen külün bileşimi yetiştiği topraktaki mineral madde miktarına ve gübreleme durumuna bağlı olmaktadır (Ünal ve diğ. 1996). Dünya buğday üretimi 2004 hasat yılında 624 milyon tona ulaşırken, Türkiye tahmini buğday üretimi 19 milyon ton olarak varsayılmaktadır. Azot gübrelemesi ve yüksek verimli çeşitlerin geliştirilmesi buğday üretimine önemli katkıda bulunmaktadır. 14

2.5.1.3. Ayçiçeği Tohumu Ayçiçeği tohumu ülkemizde ve dünyada yağlık ve çerezlik olmak üzere iki farklı tipte üretilir. Çerezlik tipteki ayçiçeği tohumları çizgili ve iri, yağlık tiplere göre kalın kabuklu olup, kabuğu çabuk ayrılmaya müsaittir. Bu tiplerden iri olmayanlar, kuşyemi olarak değerlendirilmektedir. Yağlık tiplerden daha düşük yağ oranına ve test ağırlığına sahiptirler. Yağlık ayçiçeği tohumları ise, genelde siyah renkli, ince kabuklu ve linoleik ve oleik yağ asitleri içeren tiplerdir. Taneleri %38-50 arasında yağ ve %20 oranında protein içerir. A, B, D ve E vitaminleri dışında kalsiyum, demir, fosfor, sodyum ve potasyum gibi mineralleri de ihtiva eder. Yağı kolay sindirilen ayçiçeği tohumunda vücuda gerekli 8 temel amino asit bulunduğundan en değerli protein kaynakları arasında sayılabilir (Türkay, 1980). 2.5.1.3.1. Ayçiçeği Tohumu Üretimi Ülkemizin bitkisel yağ üretiminde %50 ile en büyük payı alan ve yağ bitkileri üretiminde başta gelen ayçiçeği, başta Trakya, Ege ve Karadeniz Bölgesi olmak üzere birçok bölgemizde yetişebilmektedir. Ülkemizde hayvan yemi olarak ayçiçeği küspesi kullanımı, diğer yem ve yağ bitkileri arasında giderek önem kazanmaktadır. Tohumlarında %45-50 oranındaki yağ içeren ayçiçeği, margarin ve yağ sanayinde kullanılmakta, çerez olarak tüketilmekte ve küspesinden de hayvan yemi olarak yararlanılmaktadır. Ayçiçeği tohumu hayvan beslenmesinde silaj olarak da değerlendirilebilmektedir. Ülkemizdeki yağlık ayçiçeğinin mevcut durumu (Oil World Annual, 2002) Tablo 2.6 da verilmiştir. Tablo 2.6: Ülkemizdeki Ayçiçeği Ekim Alanı, Üretim, Verim, Ayçiçeği Tohumu İşleme, İthalat ve İhracat Miktarları (Kaya, 2004) Ekim Üretim Verim İşleme İthalat İthalat İhracat İhracat Yıllar Alanı Bin Kg/Da Bin Ton Bin Ton Milyon $ Bin ton Milyon $ Ha Ton 1997 560 672 120 1122 545 139,8 4 1,2 1998 586 850 145 1355 679 177,1 5 1,2 1999 595 820 138 1400 484 121,0 6 1,5 2000 540 630 117 1200 523 104,6 5 1,0 2001 580 530 110 900 267 60,1 5 1,1 15

2.5.1.4. Ayçiçeği Tohumu Küspesi Ayçiçeği kabuğu her bitkide olduğu gibi, taneyi kaplar ve dış etmenlerden korur. Yağlık ayçiçeği tohumunun toplam ağırlığın yaklaşık %21-30'u kabuktur. Çerezlik çeşitlerde bu oran %36-50 arasında değişir. Ancak çerezlik ve yağlık tiplerin kimyasal kompozisyonları arasında, çerezliklerin biraz daha fazla lif içermesi hariç, belirgin bir fark yoktur. Ayçiçeğinde tanedeki kabuk ve yağ oranı arasındaki ters bir korelasyon söz konusudur. Tanedeki yağ oranı arttıkça kabuk oranı düşer. İyi bir yağlık ayçiçeği hibrit çeşidin tanesindeki yağ oranı %50'nin üzerinde ve kabuk oranı ise, %20 civarında olmalıdır. Gerek yağlık, gerekse çerezlik taneler, yüksek oranda lif (ham selüloz) düşük miktarlarda da ham yağ ve kül içerir. Kabuktaki selüloz, lignin, hemi-selüloz miktarları %74-90 olup, arta kalan kısmı da lipit, protein ve mineral maddelerdir. Kabuğun kimyasal bileşimi Tablo 2.7 da verilmiştir. Ülkemizde ayçiçeği işleyen bazı fabrikalarda kabuk tamamen küspe eldesinde kullanılmaktadır. Ayçiçeği kabukları sığır yetiştiriciliğinde saman yerine altlık olarak kullanılabilmektedir. Çünkü saman ile aynı oranda sıvı emme kapasitesine sahiptir. Ayrıca bu kabuklar kereste endüstrisinde dolgu ve yalıtım maddesi, biyolojik yakıt eldesinde ve paketleme materyali olarak da kullanılır. Ayrıca, Kanada'da silindir şeklinde preslenerek çıra malzemesi ve Rusya'da da etil alkol ve boya malzemesi eldesinde kullanılır Ayçiçeği kabuğunun bir diğer kullanım alanı da, özellikle de bazı türlerde kabuğunda içerdiği antosiyanin olarak bilinen kırmızı boya maddesi nedeniyle gıdalarda doğal katkılı boya olarak kullanılmasıdır (Dorrel ve Vick, 1997). Ülkemizdeki ayçiçeği küspesi tüketimi yıllara göre değişmekle birlikte, 550-850 bin ton civarındadır. Bu ihtiyacın çoğunluğu ülkemizde işlenen ayçiçeğinden karşılanmakla beraber, son yıllarda yurt dışında oluşan fiyata ve uygulanan gümrük vergilerine de bağlı olarak, oldukça yüksek oranda bir ithalat söz konusu olmaktadır. Küspe ithalatımızın büyük çoğunluğu genelde Rusya, Ukrayna, Romanya ve Bulgaristan'dan gerçekleştirilmektedir. Ülkemizdeki ayçiçeği küspesi tüketim, ithalat ve ihracat miktarları (Oil World Annual, 2002) Tablo 2.8 de verilmiştir. 16

Tablo 2.7: Ayçiçeği Tohumu Kabuğunun Kimyasal Bileşimi (Dorrel ve Wick, 1997) Bileşen Miktar Kuru Madde %85-92 Ham Protein %3,5-9 Hazmolunabilir Protein %2-4 Hazmolunabilir Besin Maddesi Toplamı %35-45 Ham Selüloz %40-50 Lignin %13-16 Kül %2-3 Yağ %0,05-3 Ca %0.37 Mg %0,15-0,25 P %0,12 Tablo 2.8: Ülkemizdeki Ayçiçeği Küspesi Tüketim, İthalat ve İhracat Miktarları (Kaya, 2004) Üretim İthalat İhracat Ülke içi Tüketim Yıllar (BinTon) (Bin Ton) (Bin Ton) (Bin Ton) 1997 538 24 2,0 560 1998 650 31-682 1999 672 133-805 2000 580 281 2,3 859 2001 435 120 1,5 553 17

3.MATERYAL VE METOT 3.1. Materyaller 3.1.1. Küf Kültürleri Katı faz fermantasyon yöntemi ile küflerden lipaz enzimi üretiminin incelendiği bu çalışmada kullanılan küf kültürleri, piyasadan temin edilen ayçiçeği tohumu küspesi, pirinç kepeği, buğday kepeği ve ayçiçeği tohumları kullanılarak İstanbul Teknik Üniversitesi Gıda Mühendisliği Bölüm laboratuarlarında, tarafımızca izole edilerek Aspergillus candidus, Aspergillus versicolor, Rhizopus spp., Mucor spp. ve Ulocladium spp. olarak tanımlanmışlardır. Rhizopus oryzae (70083-947-D1) küf kültürü ise, TÜBİTAK-MAM Gıda Bilimi ve Teknolojisi Araştırma Enstitüsü nden liyofilize formda temin edilmiştir. Küf kültürleri MEA (Malt Ekstrakt Agar) (Merck, Dramstadt, Almanya) üzerinde 4 C sıcaklıkta muhafaza edilmişlerdir. İnokülasyon işlemleri öncesinde stok kültürler MEA içeren petrilerde 25 C de 7 gün inkübe edilerek tazelenmişlerdir. 3.1.2. Substratlar ve Kimyasal Maddeler Bu çalışmada kullanılan buğday kepeği ve pirinç kepeği Torunlar Gıda San. ve Tic. A.Ş. den (Bandırma-Balıkesir), ayçiçeği tohumu ve ayçiçeği tohumu küspesi Trakya Birlik A.Ş. (Çorlu-Tekirdağ) dan temin edilmiş ve analiz süresine kadar oda sıcaklığında muhafaza edilmişlerdir. Çalışma kapsamında yapılan analizlerde kullanılan kimyasallar laboratuarda literatürde belirtilen formülasyonlara uygun olarak hazırlanmıştır. 18

3.2. Metotlar 3.2.1. Mikrobiyolojik Analizler 3.2.1.1. Küflerin İzolasyonu Küf izolasyonları sırasıyla DRBC Agar (Dichloran Rose Bengal Chloramphenicol Agar, Acumedia, ABD) ve MEA besiyeri kullanılarak seyreltim ve direkt ekim yöntemleri ile yapılmıştır. Substrat numuneleri (25 g) 225 ml peptonlu su içinde homojenize edilmiş, 30 dak. beklendikten sonra DRBC üzerine yayma plak yöntemiyle inokülasyon yapılmış ve petriler 25 C de 7 gün süreyle inkübe edilmiştir. Küf izolasyonunun şematik gösterimi Şekil 3.1 de verilmiştir. 25 g Substrat Numunesi 1 ml 1 ml 225 ml peptonlu su 0.1 ml 1:10 1:100 0.1 ml 9 ml peptonlu su 1:1000 0.1 ml 9 ml peptonlu su DRBC 10-2 DRBC 10-3 DRBC 10-4 DRBC 10-2 DRBC 10-3 DRBC 10-4 Şekil 3.1: Küf İzolasyonunun Şematik Gösterimi 19

DRBC besiyerinde 25 C de inkübe edilen petriler incelenerek steril bir öze ile MEA, CYA (Czapek Yeast Ekstrakt Agar) ve G25N (%25 lik Glycerol Nitrate Agar) besiyerlerine üç nokta olacak şekilde ekilmiştir. Besiyerleri 7 gün için üç farklı sıcaklık derecesinde; 5 C, 25 C ve 37 C de geliştirilmiştir. İdentifikasyon yönteminin şematik gösterimi Şekil 3.2 de verilmiştir. İnkübasyondan sonra morfolojik ve mikroskobik özellikler incelenerek Samson ve diğ. (1995) ve Pitt ve Hocking (1997) tarafından belirtilen özellikler dikkate alınarak küfler tanımlanmıştır. Ayrıca, substrat numunelerinden direkt ekim yöntemiyle de DRBC ve MEA Agarlara inokülasyon yapılmış ve petriler 25 C de 7 gün süreyle inkübe edilmiştir. CYA 1 1 1 MEA 1 1 37 C 5 C 1 CYA 1 2 G25N 1 2 CYA 1 2 CYA 2 2 2 1 2 MEA 2 2 2 1 2 1 2 Şekil 3.2: Küf İzolatlarının İdentifikasyonunun Şematik Gösterimi (Pitt ve Hocking, 1997). 3.2.1.2. Küflerin İdentifikasyonunda Kullanılan Besiyerlerinin Bileşimleri Çalışmalarda kullanılan CYA Agar ve G25N besi yerleri aşağıda belirtilen formülasyonlarda (Pitt ve Hoching, 1997) hazırlanmıştır. CYA K2HPO4 Czapek Konsantresi İz Element Çözeltisi Maya Ekstraktı Sakaroz Agar 1 g 10 ml 1 ml 5 g 30 g 15 g 20

Distile su Czapek Konsantresi 1 litre NaNO3 KCl MgSO4.7H2O FeSO4.7H2O Distile su 30 g 5 g 5 g 0,1 g 100 ml Czapek konsantresi steril edilmeden buzdolabında saklanır ve CYA formülüne ilave edilir. İz Element Çözeltisi ZnSO4.7H2O CuSO4.5H2O Distile su 1 g 0,5 g 100 ml İz element çözeltisi steril edilmeden buzdolabında saklanır ve CYA formülüne ilave edilir. G25N K2HPO4 Czapek konsantresi Mayat Ekstrakt Gliserol Agar Distile su 0,75 g 7,5 g 3,7 g 250 g 12 g 750 ml Besiyerleri 121 C de 15 dakika otoklavda sterilize edilmiş, Şekil 3.2 de şematik olarak gösterildiği gibi MEA ve CYA besiyerlerine her bir küf izolatınden üç nokta ekim yapılmış, kültürler 25 C de 7 gün inkübasyona bırakılmıştır. 5 C ve 37 C lerde inkübe edilen CYA ve 25 C de inkübe edilen G25N besiyerlerine aynı anda iki küf izolatı iki nokta şeklinde ekilerek 7 gün beklenmiştir. İnkübasyon süresi sonunda petri kutuları koloni çapları, koloni yapıları ve morfolojik özellikleri göz önüne alınarak değerlendirilmiştir. Bu değerlendirme kriterlerinden yola çıkılarak Aspergillus candidus, Aspergillus versicolor, Rhizopus spp., Mucor spp. ve Ulocladium spp. cinsi 5 adet küf identifiye edilmiştir. 21

3.2.2. Lipaz Enzimi Üretiminde Kullanılan Substratların Temel Bileşen Analizleri 3.2.2.1. Protein Tayini Substrat numunelerinin içermiş olduğu protein miktarının tayini Kjeldahl yöntemi ile azot tayin cihazı (VELP SCİENTİFİCA_UDK 126 A, Almanya) kullanılarak yapılmıştır (AOAC 920.87, 1990). Bu yöntemde 1 g toz halindeki numuneler yakma tüpüne tartılarak 420 C de bakır sülfat ve potasyum sülfat katalizörlüğünde yakılmış ve yakma işlemi renk açık yeşile döndükten sonra 30 dakika daha sürdürülmüştür. Yakma işlemi sonunda %4 lük borik asit içinde tutulan azot, 0,2 N HCl çözeltisi ile titre edilmiştir. Titrasyon sarfiyat değerleri kullanılarak ilk olarak numunelerin % azot miktarı belirlenmiştir. Bulunan bu değer 6,25 faktörü ile çarpılarak substratların içerdiği toplam protein miktarları saptanmıştır. 3.2.2.2. Yağ Tayini Substrat numunelerinin içermiş olduğu yağ miktarının tayininde Soxhelet Ekstraksiyonu yöntemi kullanılmıştır (AOAC 920.39C, 1990). Örnek filtre kağıdına tartılan öğütülmüş 10 g substrat örnekleri, yöntemde belirtildiği şekilde katlanan filtre kağıdı içinde ekstraksiyon hazinesine yerleştirilerek, hekzan çözücüsü ile 5 saat ekstrakte edilmiştir. Elde edilen karışımdan çözgen döner buharlaştırıcı da kuruluğa dek uçurulmuştur. Yapılan hesaplamalar neticesinde substrat numunelerindeki yağ miktarı belirlenmiştir. 3.2.2.3. Nem Tayini Substrat numunelerinin içermiş olduğu % nemin hesaplanması için etüvde (Memmert UM 400, Almanya) kurutma yöntemi (AOAC, 925.09B, 1990) kullanılmıştır. Yöntemde önceden etüvde sabit tartıma getirilmiş, desikatörde soğutulmuş ve tartılmış metal kaba 2 g substrat numuneleri tartılmıştır. Etüvde 135 C de kapağı yarı açık vaziyette 2 saat süresince kurutulmuş, sürenin sonunda kapak kapatılarak desikatöre alınmış ve oda sıcaklığına gelince tartımı yapılmıştır. Deney sonunda kaplarda oluşan ağırlık kaybının substrat numunelerinden ayrılan su olduğu ilkesi kullanılarak % nem miktarları belirlenmiştir. 22

3.2.2.4. Kül Tayini Substrat numunelerinin içermiş olduğu kül miktarları Sistek-ST 2000 (Almanya) kül fırınında kuru yakma yöntemi (AOAC, 923.03, 1990) kullanılarak yapılmıştır. Yöntemde darası alınmış krozeler içine alınan 3 g substrat numunesi 425 C deki fırına yerleştirilip fırın kapağı açık tutularak 45 dakika beklenmiştir. Süre sonunda sıcaklık 485 C e çıkarılmış ve kapak yarım kapatılmıştır. 45 dakika sonra sıcaklık 550 C e çıkarılarak kapak tam kapatılmıştır. Yakma işlemine açık gri kül elde edilene kadar 15 saat süreyle devam edilmiş ve bu işlemin ardından oda sıcaklığına gelen krozeler tartılarak substrat numunelerindeki kül miktarları saptanmıştır. 3.2.2.5. Karbonhidrat Tayini Substrat numunelerinin % protein, nem, yağ ve kül değerlerinin belirlenmesinden sonra hesaplama yöntemiyle % karbonhidrat miktarları saptanmıştır. 3.2.2.6. ph Ölçümleri Substrat numunelerinin ph ölçümleri, HANNA instruments ph211 microprocessor phmeter (Romanya, 2004) ile ölçülmüştür. 3.2.3. İnokulum Hazırlanması MEA içeren petriler üzerinde üretilmiş olan 7 günlük küf kültürleri, 18 ml peptonlu suda süspanse edilerek spor süspansiyonları hazırlanmıştır. Bu spor süspansiyonlarının DRBC Agar üzerinde yapılan ekimlerinde yaklaşık 10 5-10 6 spor/ml içerdiği belirlenmiştir. 3.2.4. Katı Faz Fermentasyon Besi Ortamının Hazırlanması Katı faz fermentasyon yöntemi ile lipaz enzimi üretimi amacıyla mikroorganizmaların gelişebileceği ve maksimum lipaz aktivitesinin elde edileceği katı faz besi ortamları hazırlanmıştır. Bu amaç doğrultusunda, bölüm laboratuarında izole edilen ve TÜBİTAK-MAM Gıda Bilimi ve Teknolojisi Araştırma Enstitüsü nden temin edilen Rhizopus oryzae küflerinden maksimum lipaz aktivitesini elde edebileceğimiz küfün ve substratın tayini için tarama çalışması yapılmıştır. Tarama çalışmasında substrat olarak buğday kepeği, pirinç kepeği, ayçiçeği tohumu küspesi ve ayçiçeği tohumu, küf olarak ise Aspergillus candidus, Aspergillus versicolor, Ulocladium spp., Rhizopus spp. ve 23

Mucor spp. ve Rhizopus oryzae (70083-947-D1) kullanılmıştır. Her substrat 20 saniye öğütülerek 0,21-0,42 mm partikül büyüklüğüne getirildikten sonra 250 ml lik erlenlere 10 ar gram tartılmış (ul-haq ve diğ. 2002; Kamini ve diğ. 1998; Mahadik ve diğ. 2002), üzerlerine % 1 zeytinyağı ve 15 ml saf su ilave edilerek besi ortamları hazırlanmıştır. Erlenler alüminyum folyo ile kapatılmıştır. Hazırlanan bu besi ortamları küf sporları ile inokülasyon öncesi 121 C de 15 dakika sterilize edilmiştir. 3.2.5. İnokülasyon Spor süspansiyonlarından 3 er ml alınarak erlen içerisindeki steril katı faz besi ortamlarına inokülasyon yapılmış ve sonrasında bu besi ortamları tarama çalışması için 30 C de 3 gün inkübasyona bırakılmıştır. İnkübasyon sonrası alınan numunelerin lipaz aktiviteleri belirlenerek, en yüksek lipaz aktivitesinin elde edildiği iki ayrı katı faz besi ortamı ve ayrıca en yüksek lipaz aktivitesinin elde edildiği küf ile çalışmaya devam edilmiştir (ul-haq ve diğ. 2002). 3.2.6. Lipaz Enziminin Ekstraksiyonu Katı faz besi ortamında inkübasyon sonrasında lipaz enziminin ekstraksiyonu için önce biyokütleler steril stomacher poşetleri içine alınmış, daha sonra üzerlerine 50 ml fosfat tampon çözeltisi [41,3 ml KH2PO4 (1/15 mol/l) + 58,7 ml Na2HPO4 (1/15 mol/l) ph=7] ilave edilmiş, poşetlerin ağızları stomacher klipsleri ile kapatılmış ve 1 dak. stomacher de homojenize edilmiştir. Homojenize edilen karışımlar 1 saat süre ile oda sıcaklığında yatay bir çalkalayıcıda çalkalanmaya bırakılmışlardır. Bu işlemi takiben iki katlı tülbentten süzülmüş ve süzüntü 4000 devirde 20 dak. santrifüjlenmiştir (Universal 32 R, Hettich, Almanya, 2005). Böylece elde edilen bu çözelti, çalışmalarımızda Lipaz ekstraktı olarak adlandırılmıştır. Lipaz ekstraktının hacmi ölçülerek lipaz aktivitesi hesabında kullanılmak üzere kaydedilmiştir (Macris ve diğ. 1996; Palma ve diğ. 2000; Mahadik ve diğ. 2002). Lipaz ekstraktının protein konsantrasyonu Bradford yöntemi kullanılarak saptanmıştır (Bradford, 1976). 24

3.2.7. Amonyum Sülfat ile Çöktürme Yoluyla Lipaz Enziminin Kısmi Saflaştırılması Yöntemin esası, enzim çözeltisine elektrolit katılarak proteinlerin sudaki çözünürlüğünün azaltılması ve bu yolla enzim proteinlerinin çökmesini sağlamaktır. Elektrolit olarak her iyonik tuz bu amaçla kullanılabilirse de amonyum sülfat ucuz ve suda yüksek çözünürlük göstermesinden dolayı en fazla kullanılan tuzdur. Küflerden katı faz fermentasyon yöntemiyle elde edilen mikrobiyal lipazın kısmen saflaştırılmasında amonyum sülfat kullanılmış ve optimum amonyum sülfat konsantrasyonu tespiti için 2 ayrı amonyum sülfat doygunluk derecesinde çöktürme işlemleri yürütülmüştür. Bu amaçla, lipaz ekstraktlarına amonyum sülfat konsantrasyonu %30 ve %60 olacak şekilde amonyum sülfat ilave edilmiştir. Katı amonyum yavaş yavaş 500 devir/dakika hızla karıştırılan ekstrakta katılmış, daha sonra bu karışım 3 saat boyunca 4 C da bekletilmiştir. Bu esnada çöken enzim 4000 devirde 20 dakika santrifüjlenerek çözeltiden ayrılmış, numune kabına alınarak havalı etüvde kurutulmuş ve kullanılana kadar buzdolabında saklanmıştır. Elde edilen çökeleklerin lipaz aktiviteleri Bölüm 3.2.8. de açıklanan yönteme göre ve protein konsantrasyonları Bradford yöntemi kullanılarak (Bradford, 1976) saptanmış ve en yüksek lipaz aktivitesi gösteren amonyum sülfat doygunluk derecesi optimum konsantrasyon olarak belirlenmiştir. 3.2.8. Lipaz Aktivite Tayini Lipaz preparatlarının spesifik aktivitesi, 1 ml lipaz ekstraktı veya (10-20 mg) enzim tozu tarafından 1 dakika içerisinde zeytinyağı trigliserollerinden açığa çıkarılan yağ asitlerinin μmol cinsinden miktarı olarak tarif edilmektedir. Aktivite tayininde, trigliserol substratı olarak zeytinyağı (Riviera tipi) kullanılmıştır. 2 ml zeytinyağı, 0,5 ml 0,1M CaCl2, 3 ml fosfat tampon çözeltisi [41,3 ml KH2PO4 (1/15 mol/l) + 58,7 ml Na2HPO4 (1/15 mol/l) ph=7] ve 5mL distile su karışımı önce, çalkalayıcılı su banyosunda 10 dak. 37 C da karıştırılmıştır. Böylece reaktanların sıcaklığı 37 C a getirilmiştir. Daha sonra bu karışıma, 1 ml serbest enzim (ekstraksiyon işlemi sonunda elde edilen lipaz ekstraktı) veya enzim tozu (10-20 mg) ilave edilmiş ve aynı sıcaklıkta 20 dakika daha karışım çalkalanmıştır. Süre sonunda, bu karışıma 20 ml 25

aseton-etil alkol karışımı (1:1 hacmen) katılarak enzim inaktive edilmiş ve hidroliz reaksiyonu sonucu zeytinyağından açığa çıkan yağ asitlerinin miktarı 0,02 M NaOH ile fenolftalein indikatörüne karşı ph 10 a kadar titre edilerek belirlenmiştir. Paralel olarak, aynı koşullarda şahit denemeler de yapılmıştır (Uozaki ve diğ. 1997). Reaksiyon sonunda enzimin 1 dakikalık zaman içerisinde açığa çıkardığı yağ asitleri miktarı, μmol olarak, aşağıdaki formülle hesaplanmıştır (Uozaki ve diğ. 1997): Spesifik Aktivite (U/mL veya g)( μmol /dak.ml veya mg)= (V1-V2)*C*1000/20*E V1 = Numune için sarf edilen NaOH hacmi (ml) V2 = Şahit için sarf edilen NaOH hacmi (ml) C = NaOH konsantrasyonu ( mol/l ) E = Numunenin miktarı (ml veya mg) dır. Toplam aktivite, spesifik aktivitesi saptanan örneğin ekstrakt hacmi (ml) ile aktivite değerinin çarpılmasıyla hesaplanır. 3.2.9. Farklı Azot Kaynaklarının Lipaz Enzimi Aktivitesi Üzerine Etkileri Küf tarama çalışmasında en yüksek lipaz aktivitesinin elde edildiği küf cinsi ile yine en yüksek lipaz aktivitesinin elde edildiği iki ayrı katı faz besi ortamı kullanılarak farklı azot kaynaklarının lipaz enzimi aktivitesine etkileri incelenmiştir. Bunun için, katı faz besi ortamlarının her ikisine birden üç farklı azot kaynağı (Amonyum klorür, Maya ekstraktı, Tripton) % 0,75 oranında ilave edilerek Bölüm 3.2.5 de açıklandığı şekilde saf küf süspansiyonları besi ortamlarına inoküle edilmiş ve inkübasyon sıcaklığının sürekli kontrol edildiği 6 gün boyunca besiyerleri inkübasyona bırakılmıştır. 24 saatlik periyotlarda bu besiyerlerinden numune alınarak Bölüm 3.2.6 da açıklanan yönteme göre enzim ekstraksiyonu yapılmış ve yine Bölüm 3.2.8 de belirtilen şekilde lipaz enziminin aktivitesi saptanmıştır. 6 günlük deney süresi boyunca yukarıda açıklanan yönteme göre enzimin aktivite değerleri bulunmuştur. Her iki besi ortamı için saptanan aktivite değerlerinin zamanla değişim eğrileri çizilmiş bu eğrilerden maksimum lipaz aktivitesi gösteren inkübasyon zamanı belirlenmiştir. En yüksek lipaz aktivitesi gösteren besiyeri ise lipaz enziminin karakterizasyonu çalışmalarında kullanılmıştır. 26