PPD (TÜBERKÜLİN-MANTOX) TESTİ UYGULAMASI. Amaç :PPD testini doğru/ uygun teknikle uygulayarak teşhise yardımcı olmak

Transkript

1 PPD TESTİ PPD (TÜBERKÜLİN-MANTOX) TESTİ UYGULAMASI Amaç :PPD testini doğru/ uygun teknikle uygulayarak teşhise yardımcı olmak A.TEMEL İLKELER 1. Bu protokol; PPD materyalinin uygulanması, test sonucunun değerlendirilmesi ile hastanın bilgilendirilmesi sürecini kapsar. 2. Tüberkilin materyali +3 ile +8 C de ışık almayacak şekilde buzdolabının kapağında saklanır. 3. Tüberkülin dozu tüm yaş gruplarında 0,1 ml dir. 4. Test sağ veya sol ön kolun 2/3 üst iç (tüysüz bölge) kısmından intra dermal (deri içi) uygulanır.(her iki kolu ampüte olan bireylerde omuzdan yapılabilir. 5. Enjeksiyon bölgesi deriyi çizen bir kalemle, dairesel olarak işaretlenir ve PPD olduğu belirtilir. 6. Enjeksiyon bölgesine saat su değdirilmez, kaşınmaz. 7. PPD testini yanlış negatiflik durumunda yada tekrar edilmesi gerektiğinde uygulama ilk testten en az 7-10 gün sonra yapılır. -Enfeksiyondan şüphe edilen hastalarda test negatif ise 6-8 hafta sonra tekrar edilir. 8. PPD; -Artreavenöz fistüllü koldan, -Yeni mastektomi yapılan taraftaki koldan uygulanmaz. 9. Test uygulandıktan saat sonra kontrol edilir. B.TANILAMA 1. Tüberkülin testinin yapıldığı durumlar: -Tüberkülozdan şüphe edilen hastanın tanılamasında, -Tüberkülozlu hasta(basil müspet) yakınlarının ve diğer temaslıların kontrolünde -15 yaş altı çocuklarda BCG uygulanacaksa

2 2. PPD testinin yapılmaması gereken durumlar: -Allerjik dermatit, -Uyuz, -Çiçek hastalığı geçirenler. 3. Test uygulanacak kolun durumu; -Amputasyon, -Yeni mastektomi, -Artreavenöz fistül varlığı, -Deri döküntüleri, -Dermatit açısından tanılanır. 4. PPD testi değerlendirilmesi; -5 mm altı- negatif, -5 mm pozitif-(aşılanmış), -15 mm- enfeksiyon. Tanılama Sıklığı: saat 5. PPD testinin yanlış veya negatif olabileceği durumlar: -Kortikosteroid gibi immunosupresif tedavi uygulanması, -Kronik böbrek yetmezliği, -Viral enfeksiyonlar(grip, kızamık, boğmaca,difteri,tetanoz), -Malnütrisyon, -Sarkoidodoz, -Neoplazmalar, özellikle Hodgkin VÜCUT SIVILARINDA HÜCRE SAIMI ÇEŞİTLİ VÜCUT SIVILARINDA HÜCRE SAYIMI

3 BOS ta hücre sayımı: BOS ta hücre sayımı ideal olarak Fuchs-Rosenthal sayma kamarası ile yapılır. Bu kamarada sayım alanının kenarları 4 mm ve derinliği 0.2 mm olup alanı 16 mm2, hacmi ise 3.2 mm3 dür. BOS hiç sulandırılmadan sayma kamarasına konarak sayılabilir. Bunun için herhangi bir işlem yapmadan Fuchs- Rosenthal sayma kamarasına lameli yerleştirildikten sonra lamel kenarından sızdırarak sıvının tüm alana yayılması sağlanır. Daha sonra tüm alanda görülen hücreler sayılır ve bulunan rakam üçe bölünür (toplam hacim yaklaşık 3.2 mm3 olduğundan, 1 mm3 deki sayıyı bulmak için üçe bölünür). Eritrosit sayısı çok fazla olduğunda lökositleri saymak zorlaşabilir. Bu durumda lökosit miyarı kullanılır (lökosit miyarı eritrositleri ortadan kaldırır). Lökosit pipeti ile 1 çizgisine kadar lökosit miyarı, 11 çizgisine kadar BOS çekilir. Biraz bekledikten sonra sayma kamarasında sayılır. Bu durumda yine tüm alan sayılarak bulunan rakam üçe bölünür ( 3.2 x 10/11= 2.9). Fuchs-Rosenthal sayma kamarası yok ise Thoma lamı da kullanılabilir. Bunun için, herhangi bir işlem yapmadan Thoma lamına lameli yerleştirildikten sonra BOS lamel kenarından sızdırılarak sıvının tüm alana yayılması sağlanır. Sonra tüm alanda ( yani 4 4=16 büyük kare) hücreler sayılır. Thoma lamının kenarları 1 mm, derinliği 0.1 mm, toplam hacmi ise 0.1 mm3 dür. Bu nedenle tüm alanın sayılması ile bulunan rakam 10 ile çarpılır ise 1 mm3 deki sayı bulunur. Eritrosit sayısı fazla ise yukarıda anlatıldığı şekilde lökosit miyarı kullanılarak sayım yapılır ve lökosit sayısı bulunur. Hücre tipini tespit etmek gerekiyorsa ( lenfosit ve PNL ayrımı teşhiste önemlidir), BOS, 1/1 oranında metilen mavisi ile karıştırılır, 5-10 dakika bekletildikten sonra mikroskopta incelenirse, parçalı çekirdekli lökositler ve lenfositler birbirinden ayrılabilir.sonuç % olarak belirtilir ( örneğin % 75 PNL, % 25 lenfosit).

4 Periton sıvısı (periton mayii, assit mayii ), Plevra sıvısı (mayii), perikard sıvısı (mayii), eklem sıvısı (sinovyal sıvı) ve diğer vücut sıvılarında hücre sayımı: Bu sıvılarda hücre sayımı Thoma lamı ile yapılır. Ya sulandırma yapmadan lama konarak sayılır, veya lökosit miyarı ile sulandırılarak tüm alandaki lökositler (veya istenmişse eritrositler) sayılır. ( Lökosit pipeti ile 1 çizgisine kadar lökosit miyarı, 11 çizgisine kadar periton sıvısı çekilir. Biraz bekledikten sonra sayma kamarasında sayılır). Bulunan rakam 10 ile çarpılır ise 1 mm3 deki sayı elde edilir. Eklem sıvısında lökosit miyarı kullanılmaz, çümkü içindeki asetik asit pıhtılaşmasına sebep olur. Teşhis açısından lökositlerdeki parçalı yüzdesi (polimorf nüveli lökosit- PNL) önemlidir. Bunun için 1/1 metilen mavisi ile boyanarak hücre tipleri ayırd edilir. GİEMSA BOYAMA NASIL YAPILIR May Grünwald Giemsa yada Wright Giemsa kombinasyonu şeklinde kullanılır. Giemsa boyası doku boyamada kullanılır, mikrobiyolojide daha çok invaziv Eukaryot hücrelerin ( çekirdeği ve organelleri olan parazit vb. hücreler) varlığını göstermek için kullanılır. Özellikle lökositlerin, eritrositlerin, trombosit ve parazitlerin nükleus ve sitoplazma morfolojilerini ayırt etmek için kullanılır. Ana kullanım alanlarından biri sıtma şüphesinde Plasmodium spp aranması amacıyla kan yaymalarının boyanmasıdır. Hematolojide hücrelerin detaylı incelenmesinde kullanılır (periferik yayma vb).

5 Yayma havada kurutulur. May-Grünwald yada Wright dökülerek bir dakika bekletilir. Distile su ile yıkanır. Giemsa (10 cc suya 15 damla ve katları hesabıyla) dökülerek yedi dakika beklenir. Boya dökülerek kuruması için dik pozisyonda bırakılır. ARB BOYAMA NASIL YAPILIR EZN (ARB) BOYAMA = Ehrlich Ziehl Neelsen = ASİDE DİRENÇLİ BOYAMA Tüberküloz bakterileri gibi dış yüzeyidne mikolik asit içeren bakteriler gram boyama ile boyanamazlar bu bakteriler aside dirençlidir, EZN özellikle Mycobacteria türleri gibi asite dirençli mikroorganizmaları tanımlamak için kullanılan özel bir boyama yöntemidir. Örnekten ince bir yayma hazırlanarak havada kurutulur. Lam alevden geçirilerek tespit edilir. Lamı örtecek şekilde fenollu fuksin (karbol fuksin) dökülerek alttan iki dakika süreyle ısıtılır. Buhar çıkacak, ancak kaynamayacak şekilde ısıtılmasına dikkat edilir. Su ile yıkanır. Asit-alkol ile renk giderilir. Metilen mavisi dökülerek iki dakika bekletilir. Yıkanır ve kurutulur. İmmersiyon objektifi ile incelenir (100x objektif)

6 GRAM BOYAMA NASIL YAPILIR GRAM BOYAMA: Örnekten ince bir yayma hazırlanarak lam havada kurutulur. Kuruyan lam alevden geçirilerek tespit edilir. Kristal viyole dökülerek iki dakika bekletilir. Distile su ile yıkanır. Lugol solüsyonunda iki dakika bekletilir. Alkol ile renk giderilinceye dek yıkanır. Sulu fuksin dökülerek bir dakika bekletilir. Çeşme suyu ile yavaşca yıkanır ve kurutulur. İmmersiyon objektifi ile incelenir (100x objektif) WEİL FELİX TESTİ WEİL-FELİX TESTİ NEDİR NASIL YAPILIR? Weil Felix testi Riketsiyozların tanısında kullanılır. Riketsiyöz tanısında çapraz reaksiyondan faydalanılır bu nedenle riketsiyaların çapraz reaksiyon verdikleri Proteus OX2, Proteus OX19, Proteus OXK suşlarının antijenleri tanıda kullanılır.

7 TESTİN YAPILIŞI Tüm antijenler için ayrı sıralar halinde 8 er tüp üzeri işaretlenerek dizilir. Birinci tüpe 1,9 ml fizyolojik tuzlu su (FTS) diğer tüplere de herbirine 1,0 ml FTS pipetlenir. Birinci tüpe 0,1 ml hasta serumu konur. Birinci tüpteki sıvı pipet ile iyice karıştırıldıktan sonra, birinci tüpten ikinci tüpe 1 ml aktarılır ve karıştırılır. İkinci tüpten de üçüncü tüpe 1 ml aktarılır diğer tüplere devam edilir. Yedinci tüpten 1 ml atılır. Sekizinci tüp kontrol olduğundan serum konmaz. Böylece birinci tüpten itibaren 1/20, 1/40, 1/80, 1/160, 1/320, 1/640, 1/1280 sulandırımlar elde edilir. Antijen içeren şişe iyice çalkalandıktan sonra her tüpe bir damla damlatılır. 50 o C de 4 saat inkübe edilir. İnkübasyon için benmari kullanılabilir. Su seviyesinin tüp içeriğinin 2/3 ünü geçmesine dikkat edilmelidir. İnkübasyon süresi sonunda tüpler agglütinasyon yönünden incelenir. Kontrol tüplerinde agglütinasyon olmaması gerekir Aglütinasyon varsa bu spontan aglütinasyon olarad değerlendirilir ve deney geçersiz olur. Agglütinasyon dereceleri 1+ den 4 + e kadar derecelendirilir. 2 + bulunan son sulandırım geçerli titre olarak kabul edilir. ZAYIF D BAKILMASI (TÜPTE)

8 KAN GRUBUNDA D U (WEAK D) BAKILMASI KAN GRUBU RH NEGATİF ÇIKAN HASTALARDA BAKILIR. HASTANIN (D TÜPÜ) 37 o C DE DK. BEKLETİLİR. SERUM FİZYOLOJİK İLE 4 KEZ YIKANIR (2000 DEVİRDE 2 DAKİKA). ÜZERİNE 2 DAMLA ANTİ HUMAN GLOBULİN İLAVE EDİLİR DEVİRDE 2 DAKİKA SANTRİFÜJ EDİLİR. AGLÜTİNASYONA BAKILARAK DEĞERLENDİRİLİR. NEGATİF ÇIKARSA HASTA RH NEGATİF KABUL EDİLİR. KAN GURUBU BAKILMASI ( tüpte) TÜPTE KAN GRUBU BAKILMASI 1. KAN EDTA LI TÜPE ALINIR. 2. KANIN ERİTROSİTLERİ 3 KEZ SERUM FİZYOLOJİK İLE YIKANIR. ( 3000 DEVİRDE 2 DAKİKA) 3. ERİTROSİT SUSPANSİYONU HAZIRLANIR. ( 5 ML SERUM FİZYOLOJİK ml ERITROSIT ) 4. ÜÇ TÜP ALINIR. A, B, D OLARAK TÜPLER İSİMLENDİRİLİR. 5. HER TÜPE 100 ml ERİTROSİT SUSPANSİYONUNDAN KONUR. 6. HER TÜPE SIRASIYLA KAN GRUPLARI ANTIJENLERİ İLAVE EDİLİR. ( İKİŞER DAMLA). 7. ETÜVDE YARIM SAAT BEKLETİLİR DEVİRDE 2 DAKİKA SANTRİFÜJ EDİLİR.

9 9. AGLÜTÜNASYON BAKILARAK KAN GRUBU TESPİT EDİLİR. İDRARIN MİKROSKOBİK İNCELEMESİ İDRARIN MİKROSKOPİK İNCELEMESİ Karıştırılmış idrarda 10 ml santrifüj tüpüne konur rpm (400 g) de 5 dakika çevrilir. Süpernatant dökülür, dipte 0.5 ml bırakılır. Tüpün dibine hafifçe vurarak süspanse edilir. Bir damla lama konarak lamel kapatılır. Önce 10x, sonra 40x objektifle incelenir. İDRAR TAHLİLİ GRUBER WİDAL GRUBER-WİDAL TESTİ Tifo ve paratifo hastalıklarının tanısında kullanılır. Salmonella typhi, Salmonella paratyphi A, Salmonella paratyphi B, Salmonella paratyphi C nin O ve H antijenlerine karşı gelişen antikorları tespit etmek için kullanılan bir tüp agglütinasyon testidir. Testin yapılışı: Tüm antijenler için ayrı sıralar halinde 8 er tüp üzeri işaretlenerek dizilir.

10 O antijenleri ve H antijenlerinin inkübasyon süreleri farklı olduğundan ayrı sporlarda hazırlanır. Birinci tüpe 1,9 ml fizyolojik tuzlu su (serum fizyolojik)(sf) diğer tüplere de herbirine 1,0 ml SF pipetlenir. Birinci tüpe 0,1 ml hasta serumu konur. Birinci tüpteki sıvı pipet ile iyice karıştırıldıktan sonra, birinci tüpten ikinci tüpe 1 ml aktarılır ve karıştırılır. İkinci tüpten de üçüncü tüpe 1ml aktarılır diğer tüplere devam edilir. Yedinci tüpten 1 ml atılır. Sekizinci tüp kontrol olduğundan serum konmaz. Böylece birinci tüpten itibaren 1/20, 1/40, 1/80, 1/160, 1/320, 1/640, 1/1280 sulandırımlar elde edilir. Antijen içeren şişe iyice çalkalandıktan sonra her tüpe bir damla damlatılır. O antijenleri 50 o C de 4 saat, H antijenleri için 50 o C de 2 saat inkübe edilir. İnkübasyon için benmari kullanılabilir. Su seviyesinin tüp içeriğinin 2/3 ünü geçmesine dikkat edilmelidir. İnkübasyon süresi sonunda tüpler agglütinasyon yönünden incelenir. Kontrol tüplerinde agglütinasyon olmaması gerekir Aglütinasyon varsa bu spontan aglütinasyon olarad değerlendirilir ve deney geçersiz olur. Agglütinasyon dereceleri 1+ den 4 + e kadar derecelendirilir. 2 + bulunan son sulandırım geçerli titre olarak kabul edilir.